نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشگاه آزاد اسلامی پردیس علوم و تحقیقات گیلان گروه شیلات

2 استاد و رییس دانشکده منابع طبیعی دانشگاه آزاد اسلامی واحد لاهیجان

3 کارشناس آزمایشگاه فیزیولوِژی/موسسه تحقیقات شیلات ایران/پژوهشکده آبزی پروری آبهای داخلی ایران

چکیده

افزایش آمونیاک آب می‌تواند به‌عنوان یک عامل استرس‌زای شیمیایی باعث پاسخ‌های فیزیولوژیک غیراختصاصی در ماهی گردد. این بررسی با هدف تعیین مقدار مجاز آمونیاک و تاثیر آن بر شاخص‌های خونی، شاخص استرس و بافت آبشش ماهی سوروم (Heros severus) انجام شد. برای این‌منظور یک گروه شاهد و پنج تیمار آمونیاک (1/0، 2/0، 4/0، 8/0 و2/1 میلی‌گرم در لیتر) در سه تکرار انتخاب شدند. 180 قطعه ماهی به‌مدت 12 ساعت در مخازن 50 لیتری حاوی مقادیر مختلف آمونیاک قرار گرفتند. پس از خونگیری از ماهیان، فاکتورهای خونی و شاخص‌های استرس اندازه‌گیری شدند. همچنین از بافت آبشش ماهیان نمونه‌برداری و بافت شناسی بعمل آمد. نتایج نشان داد که گلبول سفید در تیمار 3 به اوج خود رسید (p < 0.05). کمترین گلبول قرمز خون در تیمار 5 دیده شد (p < 0.05). علیرغم افزایش آمونیاک مقادیر هموگلوبین، هماتوکریت، MCV، MCH، MCHC، مونوسیت و ائوزینوفیل فاقد اختلاف معنی‌دار آماری بودند (p>0.05). کورتیزول در دو تیمار اول افزایش یافت اما در سه تیمار بعدی کاهش یافت و گلوکز نیز در تیمار اول به کمترین مقدار رسید و در سایر تیمارها افزایش قابل توجهی نشان داد (p < 0.05). بیشترین آسیب بافتی در تیمار 5 با عوارضی مانند هایپرتروفی سلول‌های اپیتلیوم لاملا، چسبندگی لاملاها، جدا شدن و برآمدگی اپیتلیوم لاملا، نکروز شدید در اپیتلیوم لاملا و فیلامنت و نکروز و تخریب دستگاه پیلار مشاهده شد. بنابراین بهتر است مقدار آمونیاک موجود در آب جهت پرورش ماهی سوروم از مقدار 1/0 میلی‌گرم بر لیتر تجاوز ننماید.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Evaluation of the effects of ammonia-induced stress on hematologic, stress factors and gill histology of Banded Cichlid (Heros severus)

نویسندگان [English]

  • Ahmad Termeh Yusefi 1
  • Hossein Khara 2
  • mohaddeseh Ahmadnezhad 3

1 Islamic Azad University

2 Head of Faculty of Natural Resources

چکیده [English]

As a chemical stressor, increasing ammonia concentration in water can causes non-specific physiological responses in fish. The present research was done to determine the suitable amount of ammonia and its effects on hematologic, stress factors and histology of gill in banded cichlid (Heros severus). For this purpose, 1 control group and 5 treatments of ammonia (0.1, 0.2, 0.4, 0.8, and 1.2 mg/l) with three replicates were selected. 180 specimens were transported to different concentrations of ammonia in 50-liter tanks for 12 hours. After blood sampling, hematologic and stress factors were measured. In addition, their gill tissues were sampled. The results showed that white blood cells reached its peak in Treatment 3 (P<0.05). The lowest red blood cells were observed in Treatment 5 (P<0.05). When concentration of ammonia was increased, the amount of HB, Htc, MCV, MCH, MCHC, Monocytes and eosinophils didn’t have significant difference (P>0.05). The results showed that cortisol increased in the first two treatments and then decreased in the next three treatments. In addition, glucose reached its minimum level in the first treatment and then showed a significant increase in other treatments (P<0.05). The most tissue damages were observed in Treatment 5 along with hypertrophy of lamella epithelial cells, adhesion of lamellae, lamella detachment and bulging, filament epithelium necrosis, severe necrosis in the lamella and filament epithelial, and necrosis and demolition of pillar cells. Therefore, it is better for banded cichlid to the amount of ammonia does not increase more than 0.1 mg/l.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Ammonia
  • Hematologic factors
  • Stress factors
  • Gill histology
  • Banded cichlid (Heros severus)

ارزیابی اثرات استرس­های ناشی از آمونیاک روی فاکتورهای خونی، فاکتورهای استرس و بافت آبشش ماهی سوروم (Heros severus Heckel, 1840) 

احمد ترمه یوسفی1، حسین خارا2 و محدثه احمدنژاد3* 

1 رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، پردیس علوم و تحقیقاتگیلان، گروه شیلات 

2 لاهیجان، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد لاهیجان، گروه شیلات 

3 بندرانزلی، سازمانتحقیقات،آموزشوترویجکشاورزی، مؤسسهتحقیقاتعلومشیلاتی کشور، پژوهشکدهآبزیپروری آب هایداخلی  

تاریخ دریافت: 7/7/96                  تاریخ پذیرش: 31/2/97

چکیده

افزایش آمونیاک آب می­تواند بعنوان یک عامل استرس­زای شیمیایی باعث پاسخ­های فیزیولوژیک غیراختصاصی در ماهی گردد. این بررسی با هدف تعیین مقدار مجاز آمونیاک و تاثیر آن بر شاخص­های خونی، شاخص استرس و بافت آبشش ماهی سوروم (Heros severus) انجام شد. برای این­منظور یک گروه شاهد و پنج تیمار آمونیاک (1/0، 2/0، 4/0، 8/0 و2/1 میلی­گرم در لیتر) در سه تکرار انتخاب شدند. 180 قطعه ماهی به­مدت 12 ساعت در مخازن 50 لیتری حاوی مقادیر مختلف آمونیاک قرار گرفتند. پس از خونگیری از ماهیان، فاکتورهای خونی و شاخص­های استرس اندازه­گیری شدند. همچنین از بافت آبشش ماهیان نمونه­برداری و بافت­ شناسی بعمل آمد. نتایج نشان داد که گلبول سفید در تیمار 3 به اوج خود رسید (p<0.05). کمترین گلبول قرمز خون در تیمار 5 دیده شد (p<0.05). علیرغم افزایش آمونیاک مقادیر هموگلوبین، هماتوکریت، MCV، MCH، MCHC، مونوسیت و ائوزینوفیل فاقد اختلاف معنی­دار آماری بودند (p>0.05). کورتیزول در دو تیمار اول افزایش یافت اما در سه تیمار بعدی کاهش یافت و گلوکز نیز در تیمار اول به کمترین مقدار رسید و در سایر تیمارها افزایش قابل توجهی نشان داد (p<0.05). بیشترین آسیب بافتی در تیمار 5 با عوارضی مانند هایپرتروفی سلول­های اپیتلیوم لاملا، چسبندگی لاملاها، جدا شدن و برآمدگی اپیتلیوم لاملا، نکروز شدید در اپیتلیوم لاملا و فیلامنت و نکروز و تخریب دستگاه پیلار مشاهده شد. بنابراین بهتر است مقدار آمونیاک موجود در آب جهت پرورش ماهی سوروم از مقدار 1/0 میلی­گرم بر لیتر تجاوز ننماید.

واژه های کلیدی: آمونیاک، آبشش، شاخص­های خونی، کورتیزول، گلوکز، ماهی سوروم (Heros severus).

* نویسنده مسئول، تلفن: 09111393629  ، پست الکترونیکی: m_ahmadnezhad@yahoo.com

مقدمه

 

ماهی سوروم (Heros severus Heckel, 1840) از گونه­های آب شیرین است که پرورش و نگهداری آن آسان می­باشد. امروزه یکی از مهم­ترین دغدغه­های بشریت مسئله افزایش مواد آلاینده در محیط زیست بخصوص آب­ها است (57 و 66). از مهم­ترین آلاینده­ها می­توان به ترکیبات نیتروژنی اشاره کرد که خطرناک­ترین آن­ آمونیاک می­باشد. نیتروژن آمونیاکی در محیط آب به شکل آمونیاک یا یون آمونیوم موجود است. درصد توزیع آمونیاک به pH بستگی دارد و در pH محدوده 8، یون آمونیوم یون غالب می­باشد (34).

ازت یکی از مهم­ترین عوامل زیستی است که در استخر­های پرورش ماهی یافت می­شود. مقدار بیش از 5/0 میلی­گرم در لیتر آمونیاک ممکن است سبب مرگ و میر و تلفات زیاد شود (16). آمونیاک عمده­ترین محصول دفعی ماهی است که توسط آبشش و کلیه دفع می­شود که البته آبشش بیشترین نقش را عهده­دار است. آمونیاک کل به مجموع آمونیاک یونیزه شده (آمونیوم NH4+) و آمونیاک غیریونیزه (NH3) اطلاق می­شود که سمیت آمونیاک غیر یونیزه بیشتر از نوع یونیزه آن است. نسبت این دو ترکیب وابسته به pH، ‌دمای آب و ثابت یونیزاسیون آب، چرخه روزانه pH و دی­اکسیدکربن می­باشد که در این میان pH از اهمیت ویژه­ای برخوردار است، بطوریکه با افزایش pH آب از مقدار آمونیوم کاسته شده و بر آمونیاک افزوده می­گردد. این پدیده تعادلی بصورت زیر می­باشد (38).

 

همانطورکه از این رابطه مشخص است تبدیل آمونیاک به آمونیوم با تولید یون هیدروکسید (عامل OH) همراه است که در زمان افزایش pH واکنش به سمت تولید آمونیاک حرکت می­کند (13). در ماهیان آب شیرین قسمت اعظم آمونیاک از طریق آبشش­ اما در ماهیان آب شور علاوه­بر آبشش­ و کلیه­ درصدی هم از طریق پوست دفع می­شود (27).

خون بافتی سیال است که سایر بافت­ها را به یکدیگر مرتبط می­سازد (11). بررسی روی فاکتورهای خونی و سرمی ماهیان نشان­دهنده ارتباط آن­ها با شرایط محیطی، تغذیه­ای و سن می­باشد (12). شناخت فاکتورهای خونی هم سبب شناخت فیزیولوژی آبزی و هم شاخص مهم هر گونه است (17 و 22). در نتیجه افزایش تراکم ماهی در سطح، عوامل استرس­زای زیادی بر ماهی تاثیر می­گذارند (41). ﻣﺎﻫﻴﺎن ﭘﺲ از ﻣﻮاﺟﻬﻪ ﺑﺎ اﺳﺘﺮس ﺑﻪ روش­ﻫﺎی ﻣﺘﻔﺎوﺗﻲ ﻫﻮﻣﺌﻮﺳﺘﺎزی ﺑﺪن خود را ﺣﻔﻆ می­ﻛﻨﻨﺪ که ﺗﺮﺷﺢ ﻫﻮرﻣﻮن ﻛﻮرﺗﻴﺰول ﻳﻜﻲ از اﻳﻦ روش­هاﺳﺖ (19). اﻧﺪازهﮔﻴﺮی ﻛﻮرﺗﻴﺰول ﭘﻼﺳﻤﺎ معمولا بعنوان ﺷﺎﺧﺺ ﭘﺎﺳﺦ اوﻟﻴﻪ اﺳﺘﺮس ﻣﻮرد ارزﻳﺎﺑﻲ ﻗﺮار می­گیرد (18). چون آبشش ماهیان نقش بسیاری در مکانیسم­های تنظیم یونی برعهده دارد (14) بعنوان یک اندام تنظیم یونی مهم و همچنین بعنوان اندام مبادله­کننده گازهای تنفسی اصلی استفاده می­شود (62). داشتن نواحی سطحی وسیع و تبادل گازی بسیار کارآمد از ویژگی آبشش­ها می­باشد (65). ماهیان در موارد لزوم با افزایش تیغه­ها و نزدیک­تر کردن فاصله بین آن­ها و افزایش طول تیغه­ها، ناحیه سطحی آبشش­ها را جهت دریافت اکسیژن بیشتر افزایش می­دهند (23).

تاکنون مطالعه­ای درباره اثرات آمونیاک روی ماهی سوروم صورت نگرفته است ولی مطالعات متنوعی در زمینه آسیب­های بافتی و استرس‌های محیطی و اثر آن­‌ها روی فاکتورهای هماتولوژیکی خون صورت پذیرفته که مهم‌­ترین آن­ها بررسی اﺛﺮات آسیب­شناسی آﻣﻮﻧﯿﺎک در آﺑﺸﺶ، ﮐﺒﺪ و ﮐﻠﯿﻪ ﺑﭽﻪ ﺗﺎﺳﻤﺎﻫﯽ ایرانی (Acipenser persicus)(2) و بررسی غلظت کشنده آمونیاک و تاثیر آن بر وضعیت هیستوپاتولوژی آبشش، کلیه و کبد بچه ماهی ازون برون (Acipenser stellatus) می­باشد (3).

تحقیق حاضر با هدف تعیین مقدار مجاز آمونیاک و تاثیر آن بر روند تغییرات شاخص­های خونی، استرسی و بافت آبشش ماهی سوروم به­انجام رسید.

مواد و روشها

این آزمایش در تابستان 1394 در کارگاه تکثیر و پرورش مهندس رفعتی انجام شد. 180 عدد ماهی با وزن اولیه 5/0±8 گرم در 18 عدد آکواریوم 50 لیتری (آب چاه) به مدت 12 ساعت مورد آزمایش قرار گرفتند. بعد از سورت­بندی، ماهیان با شرایط جدید محیطی سازگار شدند. دو روز قبل از شروع آزمایش غذادهی قطع شد. محدوده کشندگی با استفاده از منابع مشابه و بصورت آزمون و خطا تعیین شد، بطوریکه این محدوده 1/0 تا 2/1 میلی­گرم در هر لیتر آب بدست آمد (جدول 1).

تعداد 3 ماهی از هر تیمار (هر تکرار یک ماهی) جهت خونگیری انتخاب شد. نمونه­برداری از خون ماهیان بطور تصادفی انجام گردید.

جدول 1- تیماربندی تحقیق و دوزهای مختلف آمونیاک استفاده شده در تیمار ماهیان سوروم

شماره گروه آزمایشی

نام گروه آزمایشی

میزان دوز آمونیاک               (میلی­لیتر در هر لیتر)

1

شاهد

-

2

تیمار 1

1/0

3

تیمار 2

2/0

4

تیمار 3

4/0

5

تیمار 4

8/0

6

تیمار 5

2/1

 

ابتدا ماهیان با عصاره گل میخک بیهوش شده و خونگیری با کمک سرنگ انسولین از رگ­های ناحیه دمی انجام گرفت (31). از هر تکرار سه نمونه خون به میزان 2 سی­سی برداشت شد. پس از منعقد شدن نمونه­ها، آن­ها با سرعت 3500 دور در 5 دقیقه سانتریفیوژ شدند (46). شاخص­های خونی بلافاصله پس از خونگیری و انتقال به آزمایشگاه بررسی شدند. گلبول سفید و قرمز بوسیله یک پیپت ملانژور سفید برای گلبول سفید و یک پیپت ملانژور قرمز برای گلبول قرمز انجام شد و شمارش با استفاده از محلول رقیق­کننده ریس و لام نئوبار پیشرفته صورت گرفت. سپس گلبول­های قرمز با لنز 40 و گلبول­های سفید با لنز 20 میکروسکوپ نوری نیکون مدل E600 شمارش شدند (39).

10000 × (تعداد گلبول قرمز در 5 مربع کوچک) X = تعداد گلبول قرمز در میلی­متر مکعب خون

50 × (تعداد گلبول سفید در 4 مربع کوچک) X = تعداد گلبول سفید در میلی­متر مکعب خون

مقدار هموگلوبین هر نمونه خون به روش کالریمتریک سیانوهموگلوبین بوسیله محلول معرف و با استفاده از اسپکتروفتومتر (مدل UV/VIS– 6505، شرکت Jenway، ساخت انگلیس) با طول موج 540 نانومتر انجام شد (39) که این کار با استفاده از کیت پارس آزمون ساخت ایران، بر حسب گرم در دسی­لیتر محاسبه شد. برای تعیین درصد هماتوکریت از روش میکروهماتوکریت استفاده شد. لوله­ها در داخل میکروسانتریفوژ (مدل D-78532 Tuttlingen ساخت شرکت Hettrich آلمان) قرار داده شد و به مدت زمان 7 دقیقه با دور 7000 سانتریفوژ گردید (35). پس از اندازه­گیری فاکتورهای خونی با استفاده از اعداد بدست آمده و روابط ریاضی شاخص­های خونی زیر محاسبه گردید (39):

 

   

 

تشخیص افتراقی گلبول­های سفید بوسیله متانول 96% و محلول 10% گیمسا (ساخت شرکت Merck آلمان) جهت رنگ­آمیزی و شمارش انواع گلبول­های سفید نظیر نوتروفیل، لنفوسیت، مونوسیت و ائوزینوفیل به روش زیگزاگ با استفاده از دستگاه شمارنده دستی انجام شد (39).

اندازه گیری کورتیزول با واحد نانو گرم در میلی لیتر با روش رادیو ایمونواسی(Radioimmunoassay) و با استفاده از کیت هورمونی (125I RIA Kit) شرکت ایمونوتک (Immunotech)  ساخت کشور فرانسه انجام شد (51). اندازه گیری گلوکز براساس واکنش رنگ سنجی با اتوانالایزر Biotecnica ساخت ایتالیا و با واحد (میلی گرم بر دسی لیتر) سنجش شد. از کالیبراتور و کنترل های تجارتی برای صحت و دقت روش فوق استفاده شد.

بمنظور ارزیابی اثرات آسیب­شناسی آبشش ماهیان، از بین هر تیمار چهار عدد ماهی بصورت تصادفی صید و از بافت­های آبشش آن­ها جهت تهیه لام نمونه­برداری صورت گرفت و در محلول بوئن به مدت 24 ساعت فیکس شدند. سپس نمونه‌های فیکس شده توسط اتانول با درجات 50، 70، 80 ، 96 و الکل 1-بوتانل آبگیری شده و در مرحله بعدی عمل شفاف­سازی (جایگزینی کلروفرم به­جای الکل و جذب چربی بافت) صورت گرفت. پس از شفاف نمودن، نمونه­های بافت آبششی بوسیله پارافین مذاب پارافینه و قالب­گیری شدند (4 و 7). با استفاده از میکروتوم از قالب‌های پارافینه حاوی بافت آبشش برش‌های بافتی به ضخامت 7 میکرون (21) تهیه و برش‌های بافتی به روش ائوزین-هماتوکسیلین رنگ­آمیزی شدند (37). نمونه بافت‌ها پس از رنگ­آمیزی بوسیله میکروسکوپ نوری مجهز به دوربین و متصل به کامپیوتر مورد مطالعه قرار گرفتند (8).

برای تجزیه و تحلیل کلیه داده­ها از نرم­افزار  SPSS 18و برای رسم نمودارها از برنامه  Excel 2013استفاده گردید. داده­ها ابتدا جهت اطمینان از نرمال بودن با آزمون (Shapiro-wilk) بررسی شدند. سپس توزیع داده­های مورد بررسی با استفاده از آزمون واریانس یکطرفه (Oneway ANOVA) در سطح اطمینان 95% ابتدا اختلاف کلی بین میانگین­ها مشخص و سپس با آزمون (Duncan) گروه­ها از یکدیگر تفکیک گردیدند.

نتایج

نتایج حاصل از تاثیر مقادیر مختلف آمونیاک روی ماهی سوروم نشان داد که با افزایش مقادیر آمونیاک در تیمار mg/l 4/0 و بمنظور مقابله با شرایط نامساعد تعداد گلبول­های سفید به اوج خود می­رسند. ضمن اینکه در تیمارهای mg/l 8/0 و mg/l 2/1 به دلیل افزایش دوز آمونیاک و تشدید شرایط نامساعد مقدار گلبول­های سفید روند کاهشی به خود می­گیرد. در مجموع این تغییرات موجب اختلاف­های معنی­داری بین تیمارهای تحت تاثیر آمونیاک، بویژه در دوزهای بالاتر با شاهد می­شود. بطوریکه براساس آزمون آنالیز واریانس یکطرفه و آزمون دانکن اختلاف­های آماری معنی­دار هستند (p<0.05). افزودن مقادیر مختلف آمونیاک موجب کاهش تعداد گلبول­های قرمز خون ماهی سوروم شد. بطوریکه بیشترین کاهش گلبول­های قرمز خون در تیمار mg/l 2/1 دیده شد. از طرفی براساس آزمون واریانس یکطرفه و دانکن این تفاوت­ها معنی­دار بودند (p<0.05). میزان هموگلوبین نیز روند کاهشی داشت اما مقدار آن با شاهد اختلاف معنی­دار آماری نشان نداد (p>0.05). کمترین مقدار هماتوکریت در تیمار mg/l 2/1 دیده شد که معنی­دار نبود (p>0.05). میزان MCV در دو تیمار اول نسبت به تیمار شاهد تقریبا ثابت بود و در سه تیمار آخر ابتدا میزان آن افزایش و سپس کاهش یافت ولی در مجموع بین تیمارها اختلاف معنی­دار آماری مشاهده نشد (p>0.05). سطح تغییرات در MCH و MCHC، نیز بدون اختلاف معنی دار آماری بود (p>0.05). میزان نوتروفیل در دو تیمار اول دارای تغییرات جزئی و کاهشی بود ولی در تیمارهای بعدی با افزایش دوزهای آمونیاک میزان نوتروفیل نیز افزایش یافت بطوریکه تیمارهای
mg/l 8/0 و mg/l 2/1 نسبت به تیمار mg/l 2/0 بطور معنی­داری بالاتر بودند (p<0.05)، اما میزان نوتروفیل در هریک از تیمارها نسبت به گروه شاهد اختلاف معنی دار وجود نداشت (p>0.05). میزان لنفوسیت ابتدا روند افزایشی داشت ولی از تیمار mg/l 2/0 تا تیمار mg/l 2/1 این روند معکوس و کاهشی گشت. در مورد میزان لنفوسیت نیز، در هریک از تیمارها نسبت به گروه شاهد اختلاف معنی دار وجود نداشت (p>0.05). در حالیکه تیمار 4 و 5 نسبت به تیمار دوم کاهش معنی­دار داشتند (p<0.05). درمورد مونوسیت، بین تیمارها اختلاف معنی­دار آماری مشاهده نگردید (p>0.05). همچنین میزان ائوزینوفیل در مجموع کم و ناچیز بود. ضمن اینکه در دو تیمار mg/l 2/0 و mg/l 2/1 این فاکتور مشاهده نشد و بین تیمارهای مورد بررسی اختلاف معنی­دار آماری وجود نداشت (p>0.05). اطلاعات مربوط به اثر آمونیاک روی فاکتورهای خونی در جدول 2 قابل مشاهده است.

 

 

جدول 2- نتایج اثر دوزهای مختلف آمونیاک روی فاکتورهای خونی ماهی سوروم

تیمار

پارامترها

شاهد (0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 1 (1/0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 2 (2/0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 3 (4/0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 4 (8/0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 5 (2/1 میلی­گرم بر لیتر)

گلبول سفید

a6/2516±7/17666

ab6/7505±3/23333

a9/3511±7/18666

c7211±1/34000

bc3/4163±7/29666

abc3/4509±3/25333

گلبول قرمز

d2/50332±3/1503333

cd5/75055±3/1493333

bc11547±7/1396666

ab943588±9/1330000

bcd4/56862±7/1426666

a64291±3/1293333

هموگلوبین

02/0±90/5

25/0±3/5

20/0±40/5

64/0±53/5

46/0±60/5

26/0±10/5

هماتوکریت

1±24

53/1±6/23

1±22

65/2±23

08/2±3/23

53/1±7/20

MCV

6/3±4/161

06/3±33/158

03/6±33/157

84/14±33/172

64/0±9/163

51/4±33/159

MCH

0±39

0±38

1±38

46/0±3/41

73/0±1/39

0±39

MCHC

0±24

58/0±3/24

0±24

58/0±7/23

58/0±67/23

58/0±3/24

نوتروفیل

ab1±30

ab65/2±30

a22/3±33/27

ab52/2±33/30

b2±34

b1±33

لنفوسیت

ab65/2±65

ab22/3±6/64

b04/4±7/69

ab51/3±3/65

a2±61

a16/1±6/62

مونوسیت

16/1±33/4

1±5

1±3

1±4

58/0±67/4

53/1±33/4

ائوزینوفیل

58/0±67/0

58/0±33/0

0±0

58/0±33/0

58/0±33/0

0±0

وجود حروف لاتین نامشابه در هر ردیف نشان­دهنده اختلاف معنی دار بین تیمارها است (P<0.05). وجود حروف مشابه و نیز عدم وجود حروف لاتین، نشان­دهنده عدم وجود اختلاف معنی­دار بین تیمارها در یک ردیف می­باشد (P>0.05).

 

پس از 12 ساعت قرار­گرفتن ماهی سوروم در دوزهای مختلف آمونیاک مقادیر کورتیزول ابتدا در دو تیمار اول نسبت به شاهد افزایش یافت اما در سه تیمار بعدی مقدار آن کاهش داشت. در مجموع با­توجه به آزمون واریانس یکطرفه انجام گرفته بین تیمارهای مورد بررسی از نظر میزان کورتیزول اختلاف معنی­دار آماری مشاهده نشد (p>0.05). با افزایش مقادیر آمونیاک، مقدار گلوکز به­غیر از تیمار mg/l 1/0 که کمترین مقدار آمونیاک را به خود اختصاص داده بود، در سایر تیمارها پس از 12 ساعت افزایش قابل توجهی پیدا کرد. بطوریکه با توجه به آزمون آنالیز واریانس یکطرفه و تست تکمیلی دانکن، اختلاف معنی­دار آماری با تیمار شاهد و تیمار mg/l 1/0 داشتند (p<0.05). اطلاعات مربوط به اثر آمونیاک روی فاکتورهای استرس در جدول 3 قابل مشاهده است.

در بررسی اسلایدهای تهیه شده از بافت آبشش، عوارضی مانند جدا شدن اپیتلیال لاملا، هایپرتروفی، تخریب اپیتلیال و تحلیل و تخریب دستگاه پیلار و پرخونی لاملا مشاهد گردید ولی شدت آن­ها در هر تیمار ممکن است متفاوت باشد. بطورکلی بیشترین عارضه در تیمار mg/l 2/1 مشاهده­شد.

 

جدول 3- نتایج اثر دوزهای مختلف آمونیاک روی فاکتورهای استرس ماهی سوروم

           تیمار

پارامترها

شاهد (0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 1 (1/0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 2 (2/0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 3 (4/0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 4 (8/0 میلی­گرم بر لیتر)

تیمار 5 (2/1 میلی­گرم بر لیتر)

کورتیزول

47/14±67/72

64/7±33/88

81/6±33/98

22/20±92

51/3±67/92

52/2±67/84

گلوکز

a36/4±49

a7±60

b72/15±96

b08/8±33/93

b93/11±33/94

b57/7±67/98

وجود حروف لاتین نامشابه در هر ردیف نشان­دهنده اختلاف معنی­دار بین تیمارها است (P<0.05). وجود حروف مشابه و نیز عدم وجود حروف لاتین، نشان­دهنده عدم وجود اختلاف معنی­دار بین تیمارها در یک ردیف می­باشد (P>0.05).

  

شکل 1- مقطع آبشش ماهی سوروم در گروه شاهد (رنگ­آمیزی ائوزین–هماتوکسیلین). الف. مقطع آبشش سالم (1- لاملا، 2- اپیتلیوم لاملا، 3- فیلامنت، 4- غضروف میانی).

 

شکل 2- مقطع آبشش ماهی سوروم در تیمار 1. وجود آسیب در بخش­های وسیعی از بافت آبشش (رنگ­آمیزی ائوزین–هماتوکسیلین). الف. 1- چسبیدگی لاملاها، 2- هایپرتروفی در سلول­های اپیتلیوم لاملا و جداشدن اپیتلیوم لاملایی، 3- تخریب دستگاه پیلار و پرخونی در لاملا، 4- جدا شدن و بالا آمدن بافت پوششی فیلامت، ب. 1- جدا شدن و بالا آمدن بافت پوششی فیلامت، 2- هایپرتروفی در سلول­های اپیتلیوم لاملا، 3- تخریب دستگاه پیلار و پرخونی (آنوریسم یا تلانژیکتازی) در لاملا، 4- تغییر شکل و خمیدگی نوک لاملا.

  

شکل 3- مقطع آبشش ماهی سوروم در تیمار 2. وجود آسیب در بخش­های وسیعی از بافت آبشش و خونریزی (رنگ­آمیزی ائوزین– هماتوکسیلین). الف. 1- خونریزی، 2- هایپرتروفی در سلول­های اپیتلیوم لاملا، 3- تخریب دستگاه پیلار و پرخونی در لاملا و آنوریسم و گرزی شدن نوک لاملا، 4– نکروز سلول اپیتلیال لاملا، 5- خونریزی در بافت پوششی فیلامنت، 6- جداشدن اپیتلیوم لاملایی، ب. 1- جدا شدن و بالا آمدن بافت پوششی فیلامت، 2- تغییر شکل و خمیدگی لاملا، 3- جداشدن اپیتلیوم لاملایی.

  

شکل 4- مقطع آبشش ماهی سوروم در تیمار 3. وجود آسیب در بخش­های وسیعی از بافت آبشش (رنگ­آمیزی ائوزین-هماتوکسیلین). الف. 1- جدا شدن و بالا آمدن بافت پوششی فیلامت، 2- تحلیل در بافت پوششی فیلامنت، 3- پیچ خوردگی نوک لاملا، 4- جداشدن اپیتلیوم لاملایی، ب. 1- جدا شدن و بالا آمدن بافت اپیتلیوم لاملا، 2- نکروز در اپیتلیوم لاملاو فیلامنت.

  

شکل 5- مقطع آبشش ماهی سوروم در تیمار 4. وجود آسیب در بخش­های وسیعی از بافت آبشش (رنگ­آمیزی ائوزین–هماتوکسیلین). الف. 1- خم شدگی و تخریب لاملا، 2- نکروز در اپیتلیوم لاملا و فیلامنت، 3- چسبندگی لاملاها، 4- تخریب دستگاه پیلار و پرخونی در لاملا، ب. 1- پیچ خوردگی نوک لاملا، 2- هایپرپلازی اپیتلیوم لاملا. 

 

 

شکل 6- مقطع آبشش ماهی سوروم در تیمار 5. وجود آسیب در بخش­های وسیعی از بافت آبشش (رنگ­آمیزی ائوزین-هماتوکسیلین). الف. 1- هایپرتروفی سلول­های اپیتلیوم لاملا، 2- چسبندگی لاملاها، 3- جداشدن و برآمدگی اپیتلیوم لاملا، 4- نکروز در اپیتلیوم فیلامنت، ب. 1- نکروز شدید در اپیتلیوم لاملا و فیلامنت و نکروز و تخریب دستگاه پیلار.


بحث و نتیجه گیری

این بررسی با هدف تعیین اثرات دوزهای مختلف آمونیاک روی فاکتورهای خونی، استرس و بافت آبشش ماهی سوروم انجام شده است تا بتوان با مشاهده تغییرات مختلف، مقدار مجاز آمونیاک را در پرورش ماهی سوروم تعیین نمود.

ﻏﻠﻈﺖ آﻣﻮﻧﯿﺎک ﺷﺪﯾﺪا ﺗﺤﺖ ﺗﺎﺛﯿﺮ دما، pH و ﻣﻮاردی دﯾﮕﺮ از ﻗﺒﯿﻞ ﺳﻄﻮح اﮐﺴﯿﮋن ﻣﺤﻠﻮل، ﺷﻮری، ﮔﻮﻧﻪ ﺟﺎﻧﻮری، ﺳﻦ و اندازه ﻣﺎﻫﯽ اﺳﺖ (5). اﻓﺰاﯾﺶ ﻏﻠﻈﺖ آﻣﻮﻧﯿﺎک سبب آﺳﯿﺐ آبششی، ﮐﺎﻫﺶ ﺗﺤﺮک، ﮐﺎﻫﺶ اﺷﺘﻬﺎ و رﺷﺪ، ﺗﯿﺮگی ﭘﻮﺳﺖ، ﺣﺎﻻت ﻋﺼﺒﯽ، ﺑﻠﻌﯿﺪن ﻫﻮا از ﺳﻄﺢ آب، تسریع در ﺗﻨﻔﺲ و ﺑﺎز و ﺑﺴﺘﻪ شدن ﺳﺮﭘﻮش آﺑﺸﺸﯽ و ﻧﻬﺎﯾﺘﺎ ﻣﺮگ ﻣﺎﻫﯽ می­شود (28 و 40).

نتایج حاصل از اندازه­گیری فاکتورهای خونی مشخص نمود که مواجهه با مقادیر مختلف آمونیاک در ماهی سوروم موجب تغییر در مقادیر گلبول سفید خون شده و این وضعیت با افزایش مقادیر آمونیاک در تیمار mg/l 4/0 و بمنظور مقابله با شرایط نامساعد به اوج خود می­رسد. همچنین در تیمارهای بعدی به دلیل افزایش دوز آمونیاک و تشدید شرایط نامساعد مقدار گلبول­های سفید روند کاهشی به خود می­گیرد. افزودن مقادیر مختلف آمونیاک موجب کاهش تعداد گلبول­های قرمز خون ماهی سوروم شد. هموگلوبین و هماتوکریت همانند گلبول قرمز با افزایش آمونیاک روند کاهشی جزئی از خود نشان دادند.

آنالیز خون­شناسی و شیمی بالینی، اگرچه اغلب در امور پزشکی ماهی استفاده نمی­شود، می­تواند اطلاعات تشخیصی قابل توجهی را ارائه دهد (64). گلبول قرمز بعنـوان یک شاخـص مهـم و رایـج در تعییـن سـلامت و بیمـاری ماهیـان مـورد استفـاده قـرار مـی­گیـرد (36). مطالعات هماتولوژی انجام شده در مورد اثرات تغذیه­ای (52)، بیماری­های عفونی (53) و آلاینده­ها (54) بیان می­کنند که گلبول­های قرمز شاخصی مهم و قابل اعتماد از منابع مختلف استرس هستند (49). همچنین ﻣﻌﻤﻮﻻً ﮔﻠﺒﻮل­ﻫﺎی سفید در ﺳﯿﺴﺘﻢ اﯾﻤﻨـﯽ دﺧﺎﻟـﺖ داشته و در موارد اﻟﺘﻬﺎﺑﯽ ﺗﻌﺪاد و درﺻﺪ اﻧﻮاع آن­ها دﺳﺘﺨﻮش ﺗﻐﯿﯿﺮ می­شود (25). با قرار دادن ماهی کپور معمولی در معرض 78/1 میلی­گرم آمونیاک مولکولی، کاهش شدید گلبول­های سفید خون، کاهش لنفوسیت­ها و کاهش خفیف ائوزینوفیل مشاهده گردید (66). مطالعه روی ماهی کپور نشان داد که اﮔﺮﭼﻪ ﻏﻠﻈﺖ mg/l 2/0 آمونیاک تاثیری در ﺑﺎزﻣﺎﻧﺪﮔﯽ ﻣﺎﻫﯿﺎن ﻧﺪاﺷﺖ، اﻣﺎ ﺑﺎ ﺗﻮﺟﻪ ﺑﻪ ﺷﺎﺧﺺ­ﻫﺎی ﺧﻮﻧﯽ ﻣﯽ­ﺗﻮان ﮔﻔﺖ اﯾﻦ ﻣﯿﺰان آﻣﻮﻧﯿﺎک منجر به کم­خونی ﺷﺪه اﺳﺖ (60). این ﮐﻢ­ﺧﻮﻧﯽ ﻣﻤﮑﻦ اﺳﺖ در اﺛﺮ ﻋﻮاﻣﻞ ﻣﺨﺘﻠـﻒ چون ﻋﻮاﻣـﻞ ﻋﻔـﻮﻧﯽ، ﻣـﻮارد ﻣﺴـﻤﻮﻣﯿﺖ ﺑـﺎ ﺟﯿـﻮه و ﻋﻮاﻣـﻞ اﺳـﺘﺮس زا بخصوص ﮐﻤﺒـﻮد اﮐﺴـﯿﮋن ﻣﺸـﺎﻫﺪه ﺷـﻮد (26). مطالعه روی ماهی ﮐﻠﻤﻪ ﺧﺰری (Rutilus caspicus) نشان داد که با افزایش غلظت آمونیاک مقادیر هماتوکریت و هموگلوبین کاهش یافت. همچنین عدم تغییر سایر ﭘﺎراﻣﺘﺮﻫﺎی خونی در مواجهه با غلظت­های مختلف آمونیاک می­تواند به این علت ﺑﺎﺷﺪ ﮐﻪ ﻏﻠﻈﺖ­ﻫﺎی ﺣﺎد آﻣﻮﻧﯿﺎک در ﺑﭽﻪ ﻣﺎﻫﯿـﺎن ﮐﻠﻤـﻪ در طی 30 روز ﻣﻮاﺟﻬﻪ، ﺷﺮاﯾﻂ اﻟﺘﻬﺎﺑﯽ اﯾﺠﺎد ﻧﻤﯽ­ﮐﻨﺪ. اﯾﻦ اﻣﺮ ﺑﺪﯾﻦ ﻣﻌﻨﯽ ﻧﯿﺴﺖ ﮐﻪ ﻣﻮاﺟﻬـﻪ ﻃـﻮﻻﻧﯽ­ﺗـﺮ ﻣﻨﺠـﺮ ﺑـﻪ ﺗﻀﻌﯿﻒ ﺳﯿﺴﺘﻢ اﯾﻤﻨﯽ ﻧﺸﻮد (15). قرار دادن ماهیان جوان نوعی ماهی پهن بزرگ اقیانوس اطلس (Hippoglossus hippoglossus) در معرض غلظت­های کم آمونیاک نشان داد که این مقادیر بر عملکرد رشد بی­تاثیر ولی روی فیزیولوژی خون تاثیر قابل توجهی داشت (47).

آمونیاک کل متشکل از آمونیاک یونیزه­شده (آمونیوم NH4+) و آمونیاک غیریونیزه (NH3) است که سمیت آمونیاک غیر­یونیزه (NH3) بیشتر از نوع یونیزه آن است و اکثر غشاء­های زیستی نسبت به NH3  نفوذپذیرند، در­حالیکه نسبت به فرم یونیزه یعنی یون آمونیوم، غیر­قابل­نفوذ می­باشند (50). هنگامیکه غلظت NH3 در آب افزایش ­می­یابد، به­دلیل آنکه می­تواند ازطریق غشاء سلولی انتشار یافته، وارد سلول­ها شود و همچنین چون دفع آن از بدن ماهی کاهش ­می­یابد، در نتیجه سطح آمونیاک در پلاسمای خون بالا می­رود. بالارفتن سطح آمونیاک خون سبب افزایش مصرف اکسیژن توسط بافت­ها، تخریب آبشش و کاهش توانایی خون برای نقل و انتقال اکسیژن در بدن می­شود. 

گزارشاتی مبنی­بر کاهش تعداد گلبول­های قرمز، گلبول­های سفید، هموگلوبین و هماتوکریت در مواجهه با سموم فلزات سنگین وجود دارد. کاهش معنی­دار در تعداد اریتروسیت­ها و لکوسیت­های خون گربه­ماهی پس از 24 ساعت مواجهه با غلظت­های افزایشی نیکل در آب مشاهده­شد (58). در تحقیق مذکور، علت کاهش اریتروسیت­های خون، افزایش هورمون استرس به­هنگام قرارگیری در­معرض نیکل عنوان شد. در تحقیق دیگری که تاثیر غلظت­های تحت کشندگی سرب بر گونه
Colisa fasciatus بررسی­شد، آنمی همولیتیک به علت تخریب اریتروسیت­ها همراه با کاهش هموگلوبین، هماتوکریت و تعداد اریتروسیت­ها گزارش شد (59). همچنین Thangam و همکاران (2014) در مطالعه­شان بر­روی سمیت آمونیاک بر پارامترهای خونی کپور معمولی آب­شیرین گزارش­نمودند که تعداد گلبول­های قرمز و سفید این ماهی در طی 7 الی 35 روز قرار­گرفتن در­معرض غلظت تحت کشنده آمونیاک بطور معنی­داری کاهش­یافتند. آنها کاهش اریتروست­ها را به علت کم­خونی ناشی از مهار اریتروپوئیتین در اندام­های خونساز بیان­نمودند، عاملی که می­تواند بعنوان یک علت احتمالی برای کاهش گلبول قرمز در مطالعه حاضر نیز درنظر گرفته شود (63).

McLeay و Gordon (1997) گزارش ­نمودند که تغییر در تعداد لکوسیت­ها در مواجهه با سموم، شاخص حساس­تری نسبت به اریتروسیت­ها می­باشد (42 و 56). در Channa punctatus که به­مدت طولانی در معرض دوزهای کشنده و تحت کشنده روی قرار داده شده بودند، افزایش معنی­دار در WBC گزارش شد (56). تغییر در  WBCدر پاسخ به استرس در بسیاری از ماهی­ها گزارش شده است. گاه این تغییر بصورت افزایش در تعداد WBC (43) و گاه بصورت کاهش در تعداد آنها در شرایط تحت استرس گزارش شده است (61). تغییر در تعداد لکوسیت­ها پس از قرارگرفتن درمعرض آلاینده­ها ممکن است به کاهش ایمنی غیراختصاصی در ماهی مربوط باشد (44). اگرچه پاسخ به تاثیرات محیطی بسته به نوع و شدت استرس فرق می­کند، اما اغلب منجر به لکوپنی یا همان کاهش در تعداد لکوسیت­ها می­شوند. در مطالعه حاضر از غلظت 1/0 تا 4/0  ابتدا افزایش در WBC مشاهده شد ولی با بیشتر شدن دوز آمونیاک و به­دلیل افزایش­یافتن فرم غیر­یونیزه آن در آب، ماهی­ها تحت سمیت بیشتری از آن قرار گرفته و لکوپنی پدیدار­شد که شبیه به پاسخ سایر جانوران در­مقابل استرس­های شدید می­باشد.

علت اینکه در مطالعه حاضر تعداد گلبول قرمز کاهش معنی­دار داشت اما کاهش هموگلوبین و سایر فاکتورهای خونی مرتبط با گلبول های قرمز معنی­دار نبودند می­تواند به­علت کم خونی همولیتیک ناشی از قرار گرفتن در معرض آمونیاک باشد که در­نتیجه آن گلبول های قرمز خون همولیز شده اما پروتئین ها و لاشه گلبول های قرمز همولیز شده در خون وجود دارند.    

نتایج حاصل از تحقیق حاضر بیان­نمود که بعد از 12 ساعت قرار گرفتن ماهی در آمونیاک در تیمارهای ابتدایی فاکتورهای استرس دستخوش تغییراتی گردید. بطوریکه کورتیزول در دو تیمار اول افزایش و سپس در سه تیمار بعدی کاهش­یافت اما همچنان در همه تیمارها بالاتر از کورتیزول شاهد قرار داشت. گلوکز نیز در تیمار اول به کمترین مقدار خود رسید و در سایر تیمارها افزایش قابل توجهی از خود نشان داد.

مطالعات مختلف نشان­دهنده ارتباط بین مقدار گلوکز و کورتیزول و استرس­های محیطی می­باشد (9، 10 و 24). سطوح کورتیزول و گلوکز شاخص­های کلی استرس در ماهیان هستند (45 و 10). غلظت کورتیزول ازجمله شاخص­های مناسب در ارزیابی پاسخ ماهیان نسبت به استرس محسوب می­گردد (30 و 48). همچنین تغییر در میزان گلوکز خون می­تواند نشانه­ای از استرس و یا آلودگی­های محیطی باشد (1). بروز استرس در ماهیان می­تواند موجب پاسخ­های فیزیولوژیکی و تغییراتی در ترکیبات خون در نتیجه افزایش میزان گلوکز خون شود (10). تغییرات در این ترکیب می­تواند بعنوان پارامتری مهم برای ارزیابی سلامت ماهی مورد استفاده قرار گیرد (20).

آبشش­ها دارای حجم بالایی از خون می­باشند و تماس بسیار نزدیکی با آب دارند، در نتیجه تحت تاثیر عوامل و محرک­های گوناگون محلول یا معلق در آب ازجمله فلزات سنگین قرار گرفته و به شدت آسیب­پذیر می­باشند و در مطالعه حاضر تاثیرات عوارضی چون جدا شدن اپیتلیال لاملا، هایپرتروفی، تخریب اپیتلیال و تحلیل و تخریب دستگاه پیلار و پرخونی لاملا مشاهده گردید. بطورکلی بیشترین عارضه در تیمار mg/l 2/1 همراه با عوارضی مانند هایپرتروفی سلول­های اپیتلیوم لاملا، چسبندگی لاملاها، جدا شدن و برآمدگی اپیتلیوم لاملا، نکروز در اپیتلیوم فیلامنت، نکروز شدید در اپیتلیوم لاملا و فیلامنت و نکروز و تخریب دستگاه پیلار دیده شد.

چنانچه میزان آمونیاک در آب جزئی باشد فقط باعث تحریک شدن پوست و آبشش می­شود و در غلظت بالا منجر به هایپرپلازی آبشش می­شود که این حالت همواره با ضخیم شدن لاملاها و انبوه شدن آن­ها همراه است که این امر موجب کاهش سطح تبادلات گازی شده و عمل گرفتن اکسیژن توسط ماهی کاهش می­یابد. در حالت شدیدتر ممکن است ازدیاد سلولی ادامه پیدا کند تا حدی که خود رشته­ها نیز به هم متصل شوند. ضایعات دیگری که در آبشش­ها دیده شده شامل ازدیاد حجم سلول­های پوششی، اتساع عروق لاملای ثانویه (آنوریسم یا تلانژیکتازی) و خوردگی بافت پوششی آبشش­­ها می­باشد (60). در مسمویت مزمن با آمونیاک (مقدار پایین­تر از حد کشنده) معمولاً میزان رشد و درصد بقا کاهش یافته و ماهیان نسبت به عوامل عفونی حساس­تر می­شوند. این حالات معمولا با ضایعات آبششی همراه است (29). مطالعه روی ﺑﭽﻪ ﺗﺎﺳﻤﺎﻫﯽ ایرانی ﻧﺸﺎن داد که ﺑﯿﺸﺘﺮﯾﻦ ﺻﺪﻣﺎت در آﺑﺸﺶ اﯾﻦ ﻣﺎﻫﯿﺎن ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ. ﺟﺮاﺣﺎت آﺑﺸﺶ ﺑﺮ ﺗﺒﺎدﻻت ﮔﺎزی و ﺗﻨﻔﺲ ﺗﺄﺛﯿﺮ ﮔﺬاﺷﺘﻪ و در ﺣﺎﻻت ﺷﺪﯾﺪﺗﺮ ﻣﯽﺗﻮاﻧﺪ ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ اﺗﺼﺎل ﺗﯿﻐﻪﻫﺎی ﻣﺠﺎور ﺑﻪ ﯾﮑﺪﯾﮕﺮ و ﺟﻠﻮﮔﯿﺮی از ﺗﺒﺎدﻻت ﮔﺎزی ﺷﺪه و در ﻧﻬﺎﯾﺖ ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﻣﺮگ ﺷﻮد. ﻧﺘﺎﯾﺞ ﻧﺸﺎن ﻣﯽ­دﻫﺪ ﮐﻪ ﺗﺨﺮﯾﺐ آﺑﺸﺶ، ﮐﺒﺪ و ﮐﻠﯿﻪ ﺑﺎ اﻓﺰاﯾﺶ ﻏﻠﻈﺖ آﻣﻮﻧﯿﺎک در ﻃﯽ زﻣﺎن ارﺗﺒﺎط ﻣﺴﺘﻘﯿﻢ دارد (2). بچه ماهیان ازون برون پس از قرارگیری در مجاورت با آمونیاک عوارضی نظیر پرخونی، هایپرپلازی، چسبندگی لاملای ثانویه، تورم لاملای اولیه، خونریزی و نکروز سلولی را در آبشش، پرخونی، رکود صفراوی، نکروز سلولی و آتروفی سلولی را در کبد و پرخونی، دژنرسانس بافت بینابینی، نکروز سلولی، اتساع فضای بومن و هموسیدرین را در کلیه بروز دادند. بطورکلی بیشترین صدمات مربوطه در آبشش این ماهیان دیده شد (3).

در نتیجه­گیری کلی می­توان ذکر نمود که افزایش دوز آمونیاک تغییرات قابل توجهی در تعداد اریتروسیت ها، لکوسیت ها و بویژه نوتروفیل­ها، میزان گلوکز و نیز تخریب عمده در بافت آبشش ایجاد نمود. سایر شاخص­های خونی و کورتیزول نیز با زیاد شدن آمونیاک دستخوش تغییراتی شدند اما معنی­دار نبودند. این تغییرات نسبت به گروه شاهد را می­توان به­دلیل کوتاه بودن مدت زمان مواجهه سازی با آمونیاک بیان نمود که احتمالا با قرار گیری طولانی مدت در این شرایط تغییرات بارزتر خواهند بود. کاهش شدید گلبول های قرمز خون احتمالا به علت مهار اریتروپوئیتین در اندام­های خونساز و نیز به دلیل عارضه پرخونی و خونریزی در بافت آبشش می­باشد. در دوزهای پایین­تر، سیستم ایمنی غیر اختصاصی بمنظور مقابله با شرایط حاد ایجاد شده توسط سم آمونیاک، تعداد زیادی گلبول سفید به خون رهاسازی نمود، اما با بالا رفتن دوز و افزایش سمیت، کاهش تعداد لکوسیت ها رخ داد که می تواند به علت تخریب اندام های خون ساز یعنی کلیه و طحال باشد. در عین حال بمنظور یافتن علت تغییرات ایجاد شده در خون، هورمون کورتیزول و بافت آبشش پس از مواجه شدن با دوزهای مختلف آمونیاک تحقیقات دقیق­تر و وسیعتری در آینده نیاز است. با توجه به نتایج بدست آمده توصیه می شود که مقدار آمونیاک موجود در آب جهت پرورش ماهی سوروم نباید از مقدار 1/0 میلی­گرم بر لیتر تجاوز نماید.

سپاسگزاری

بدینوسیله نگارندگان مراتب تشکر و قدردانی خود را از همکاری صمیمانه تمامی دوستانی که در به ثمر نشستن این تحقیق تلاش نموده­اند ابراز می­دارند.

  1. ابراهیمی، م. ح.، ایمان­پور، م. ر. و عدلو، م. ن. 1390. اثرات دما بر رشد، بازماندگی و بعضی فاکتورهای خونی در ماهی گورامی عظیم­الجثه (Osphronemus goramy Lacepede, 1801). مجله زیست­شناسی ایران، جلد 24، شماره 5، 654- 648.
  2. بنی­هاشمی، ا. ا.، خارا، ح.، پژند، ذ. و رهاننده، م. 1392. اﺛﺮات ﻫﯿﺴﺘﻮﭘﺎﺗﻮﻟﻮژﯾﮑﯽ آﻣﻮﻧﯿﺎک در آﺑﺸﺶ، ﮐﺒﺪ و ﮐﻠﯿﻪ ﺑﭽﻪ ﺗﺎﺳﻤﺎﻫﯽ ایرانی (Acipenser persicus). پاتوبیولوژی مقایسه­ای، علمی- پژوهشی، سال دهم، شماره 3، 992-983.
  3. بنی­هاشمی، ا. ا.، خارا، ح.، پژند، ذ. و رهاننده، م. 1393. تعیین غلظت کشنده آمونیاک (LC50 96h, N-NH4) و تاثیر آن بر وضعیت هیستوپاتولوژی آبشش، کلیه و کبد بچه ماهی ازون برون (Acipenser stellatus). مجله آبزیان و شیلات، سال پنجم، شماره 19، 25-11.
  4. بهمنی، م. و کاظمی، ر. 1377. مطالعه بافت­شناسی روی گناد تاس ماهیان پرورشی جوان. مجله علمی شیلات ایران، شماره 1، صفحات 16-1.
  5. پورکاظمی، م. 1376. نگرشی بر وضعیت تاسماهیان دریای خزر و چگونگی حفظ ذخایر آن. مجله علمی شیلات، شماره 3، سال ششم، 22-13.
  6. پوستی، ا. و صدیق­مروستی، م. 1378. اطلس بافت­شناسی ماهی- اشکال طبیعی و آسیب­شناسی. تالیف تاکاشی هایبیا، انتشارات دانشگاه تهران، 331 صفحه.
  7. پوستی، ا.، ادیب­مرادی، م. و فضیلی، آ. 1382. بافت­شناسی مقایسه­ای و تکنیک‌های بافت­شناسی. انتشارات دانشگاه تهران، 546 صفحه.
  8. حلاجیان، ع.، کاظمی، ر.، محسنی، م.، دژندیان، س.، یوسفی­جوردهی، آ.، بهمنی، م.، پوردهقانی، م.، یزدانی، م. ع. و یگانه، ه. 1390. تکه برداری به روش جراحی و مطالعه بافت­شناسی گناد تاس ماهی ایرانی (Acipenser persicus) پرورشی. مجله تحقیقات دامپزشکی، شماره 3، 233-229.
  9. خورشیدی، ش. 1393. اثرات تنش­های طولانی مدت دما روی برخی فاکتورهای خونی و هیستوپاتولوژیک آبشش قزل­آلای رنگین کمان (Oncorhynchus mykiss). پایان نامۀ کارشناسی ارشد رشتۀ تکثیر و پرورش آبزیان. دانشگاه آزاد اسلامی،پردیس علوم و تحقیقات گیلان. 78 صفحه.

10.  ذوالفقاری، م. و ابمان پور، م. ر. 1391. اثر رنگ نور و موسیقی بر کورتیزول و گلوکز خون بعنوان شاخص های استرس در ماهی قرمز (Carassius auratus). مجله زیست شناسی ایران، جلد 25، شماره 4، 547-536.

11.  ستاری، م. 1381. ماهی­شناسی (1): تشریح و فیزیولوژی. انتشارات نقش مهر. 659 صفحه.

12.  شاهسونی، د.، مهری، م. و تقوایی­مقدم، ا. 1386. تعیین مقادیر برخی از سرم خون فیل ماهی. مجله تحقیقات دامپزشکی، دوره 62، شماره 3، 129-127.

13.  فخارزاده، م. ا.، احمدی. م. و کرجالیان. م. ر. 1388. سیستم­های فوق متراکم پرورش ماهیان خاویاری. انتشارات فرهنگ و قلم، 44-46.

14.  کوهکن، ا. 1395. آسیب­شناسی بافت آبشش ماهی بنی
(Barbus sharpeyi) در مواجهه با سطوح مختلف شوری. پاتوبیولوژی مقایسه­ای، علمی پژوهشی، سال سیزدهم، شماره 1، 1862-1855.

15.  مازندرانی، م.، سوداگر، م. و ذکریایی، ح. 1394. اثر مواجهه طولانی مدت غلظت های تحت کشنده آمونیاک غیریونیزه بر شاخص های رشد و خون شناسی بچه ماهیان کلمه خزریﻫﺎی رﺷﺪ و ﺧﻮنﺷﻨﺎﺳﯽ ﺑﭽﻪ ماهیان ﮐﻠﻤﻪ ﺧﺰری
(Rutilus caspicus). نشریه پژوهش­های ماهی­شناسی کاربردی، دوره سوم، شماره اول، 63-53.

16.  مشائی، م. ع. 1388. فیزیولوژی ماهی در سیستم­های پرورش متراکم. مولف گری آ. ودمیر. انتشارات دریاسر، 302 صفحه.

 

 

 

17. Abdel-Tawwab, M., Mousa, M. A. A., Sharaf, S. M. and Ahmad, M. H. 2005. Effect of Crowding Stress on Some Physiological Functions of Nile Tilapia, Oreochromis niloticus (L.) Fed Different Dietary Protein Levels. International Journal of Zoological Research, 1(1): 41-47.

18. Abreu, J. S., Sanabria-Ochoa, A. I., Goncalves, F. D. and Urbinati, E. C. 2008. Stress responses of juvenile Matrinxa (Brycon amazonicus) after transport in a closed system under different loading densities. Ciencia Rural, 38(5): 1413-1417.

19. Acerete, L., Balasch, J. C., Espinosa, E., Josa, A. and Tort, L. 2004. Physiological responses in Eurasian perch (Perca fluviayilis) Subjected to stress by transport and handling. Aquaculture, 237: 167-178.

20. Affonso, E. G., Silva, E. C., Tavares-Dias, M., Menezes, G. C., Carvalho, S. M., Nunes, E. S. S., Ituassu, D. R., Roubach, R., Ono, E. A., Fim, J. D. I. and Marcon, J. L. 2007. Effect of high level of dietary vitamin C on the blood responses of matrinxa (Brycon amazonicus). Comparative Biochemistry and physiology, 147: 383-388.

21. Akhundov, M. M. and Fedorov, K. Ye. 1995. Effect of exogenous estradiol on ovarian development in juvenile starlet (Acipenser ruthenus). Journal of Ichthyology, 33: 109-120.

22. Bahmani, M., Kazemi, R. and Donskaya, P. 2001. A comparative study of some hematological features in young reared sturgeons (Acipenser persicus and Huso huso). Fish Physiology and Biochemistry, 24: 135-140.

23. Bowden, A. J., Gardiner, N. M., Couturier, C. S., Stecyk, J. A., Nilsson, G. E., Munday, P. L. and Rummer, J. L. 2014. Alterations in gill structure in tropical reef fishes as a result of elevated temperatures. Comparative Biochemistry and Physiology, 175: 64-71.

24. Chen, G. R., Sun, L. T., Lee, Y. H. and Chang, C. F. 1995. Characteristics of blood in common carp, Cyprinus carpio, exposed to low temperatures. Journal of Applied Aquaculture, 5: 21-31.

25. Clauss, T. M., Dove, A. D. M. and Arnold, J. E. 2008: Hematologic Disorders of Fish. Veterinary Clinic of North America Exotic Animal Practice, 11(3): 445-462.

26. Elahee, K. B. and Bhagwant, S. 2007. Hematological and gill histopathological parameters of three tropical fish species from a polluted lagoon on the west coast of Mauritius. Ecotoxicology Environmental Safety, 68(3): 361-371.

27. Evans, D. H., Claiborne, J. B. and Currie, S. 2013. The physiology of fishes. CRC press. Fourth edition, 491 P.

28. Farhangi, M. 2010. In vitro, determination of sub-lethal concentration of UN ionized ammonia nitrogen (N-NH3) on rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). 2nd International Congress on Aquatic Animal Health Management and Disease, October, Tehran, Iran, 26-27.

29. Fergason, H. W. 1989. Systemic pathology in fish. Lowa state university press publication, 429-430.

30. Fevolden, S. E., Røed, K. H. and Fjalestad, K. T. 2002. Selection response of cortisol and lysozyme in rainbow trout and correlation to growth. Aquaculture, 205: 61–75.

31. Grant, K. R. 2015. Fish hematology and associated disorders. Clinics in Lab Medicine, 35: 681–701.

32. Haaparanta, A., Voltenen, E. T. and Hoffman, R. W. 1997. Gill anomalies of perch and roach from four lakes differing in water quality. Journal of Fish Biology, 50: 575-591.

33. Hao, L., Chen, L., Hao, J. and Zhong, M. 2013. Bioaccumulation and sub-acute toxicity of zinc nanoparticles in juvenile carp (Cyprinuscarpio): A comparative study with its bulk counterparts. Ecotoxicology Environmental Safety, 91: 52–60.

34. Hargreaves, J. A. and Tucker, C. S. 2004. Managing Ammonia in Fish Ponds. SRAC publication, no. 4603‚ pp1-4.

35. Houston, A. H. and Cry, D. 1974. Thermoacclimatory variation in hemoglobin system of gold fish and rainbow trout. Journal of experimental biology, 61: 445-461.

36. Houston, A. H. and Rupert. R. 1997. Immediate response of hemoglobin system of goldfish (Cyprinus auratus) to temperature change. Canadian journal of Zoology, 54: 1731-1741.

37. Hung, S. S. O., Groff, J. M., Lutes, P. B. and Kofifiynn-Aikins, F. 1990. Hepatic and intestinal histology of juvenile white sturgeon feed different carbohydrates. Aquaculture, 87: 349-360.

38. Israeli-Weinstein, D. and Kimmel, E. 1998. Behavioral response of carp (Cyprinuus carpio) to ammonia stress. Aquaculture, 165: 81-93.

39. Klontz, G. W. 1994. Fish Hematology. P: 121–132. In: Stolen, J. S., Fletcher, T. C., Rowley, A. F., Kelikoff, T. C., Kaattari, S. L. and Smith, S. A. (Eds.). Techniques in Fish Immunology. SOS Publications.

40. Knoph, M. B. 1996. Gill ventilation frequency and mortality of Atlantic salmon (salmo salar) exposed to high ammonia levels in seawater. Water research, 30: 837-842.

41. Li, P., Lewis, D. H. and Gatlin, D. M. 2004. Dietary oligonucleotides from yeast RNA influence immune responses and resistance of hybrid striped bass (Morone chrysops× Morone saxatilis) to Streptococcus iniae infection. Fish and Shellfish immunology, 16(5): 561-569.

42. McLeay, D. J. and Gordon, M. R. 1977. Leucocrit: a simple hematological technique for measuring acute stress in salmonids fish including stressful concentrations of pulp mill effluent. Journal of Fisheries Research Board of Canada, 34: 2164-2175.

43. Nussey, g., van vuren, J. H. J. and du Preez. H. H. 2002. The effect of copper and zinc at neutral and acidic PH on the general hematology and osmoregulation of Oreochromis mossambicus. African Journal of Aquatic Science, 27: 61-84.

44. Oliveria Ribeiro, H., Santos, T. M., Ramalho-Santos, J. and Pereira, M. L. 2006. Histopathological effects of hexavalent chromium in mouse kidney. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology, 76: 977-983.

45. Pacheco, M. and Santos, M. A. 2001. Biotransformation, endocrine, and genetic responses of Anguilla Anguilla L. to petroleum distillate products and environmentally contaminated waters. Ecotoxicology Environmental Safety, 49: 64–75.

46. Panigrahi, A., Kiron, V., Puangkaew, J., Kobayashi, T., Statoh, S. and Sugita, H. 2005. The Viability of probiotic bacteria as a factor influencing the immune response in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquaculture, 243: 241-254.

47. Paust, L. O., Foss, A. and Imsland, A. K. 2011. Effects of chronic and periodic exposure to ammonia on growth, food conversion efficiency and blood physiology in juvenile Atlantic halibut (Hippoglossus hippoglossus L.). Aquaculture, 315: 400-406.

48. Pottinger, T. G. and Carrick, T. R. 2002. Stress responsiveness affects dominant – subordinate relationships in rainbow trout. Hormones and Behavior, 40: 419-427.

49. Rainza-Paiva, M. J. T., Ishikawa, C. M., Das Eiras, A. A. and Felizardo, N. N. 2000. Hematological analysis of Chara, Pseudoplatystoma fasciatum in captivity. Aqua 2000. Responsible aquaculture in the new millennium. Nice, France. May 2-6 2000. European Aquaculture Society. Special Publications., 28: 590 pp.

50. Randall, D. J. and Tsui, T. K. 2002. Ammonia toxicity in fish. Marine Pollution Bulletin, 45 (1-12):17-23.

51. Redding, J. M., Schreck, C. B., Birks, E. K. and Ewing, R. D. 1984. Cortisol and its effect on plasma thyroid hormone and electrolyte concentrations in freshwater and during seawater acclimation in yearling coho salmon, Oncorhynchus kisutch. General and Comparative Endocrinology, 56: 146–155.

52. Rehulka, J. 2000. Influence of astaxanthin on growth rate, condition and some blood indices of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss. Aquaculture, 190: 27-47.

53. Rehulka, J. 2002. Aeromonas causes severe skin lesions in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss): Clinical pathology, hematology and biochemistry. Acta Veterinaria Brno, 71: 351-360.

54. Rehulka, J. 2002. Effect of polychlorinated biphenyls Delor 103 on some hematological and biochemical indices of the blood plasma of the rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum). In: The second PCB workshop. Recent Advances in the Environmental Toxicology and Health Effects of PCBs. Brno, Czech Republic, 2002 May 07-11. Book of Abstracts, p. 36.

55. Schlenk, D. and Benson, W. H. 2001. Target organ toxicity in marine and fresh water teleosts. Taylor and Fransis, 1-90.

56. Sen, G., Behara, M.K. and Patel, P. 1992. Effect of zinc on hemato-biochemical parameters of Channa punctatus. Journal of ecotoxicology and environmental monitoring, 2(2): 89-982.

57. Smart, G. R. 1981. Aspects of water quality producing stress in intensive fish culture. In: Pickering, A. D. (Ed), Stress and fish. Academic press, London, pp 276-293.

58. Sobecka, E. 2001. Changes in the iron leveling the organs and tissues of wells catfish, Silurs glanis L., Caused by nickel. Acta Ichthyologica et Piscatoria, 31(2): 127-143.

59. Srivastava, A. K. and Agarwal, S. J. 1979. Hematological anomalies in a freshwater teleost, Colisa fasciatus, on acute exposure to cobalt. Acta pharmacologica et toxicologica, 44: 197-199.

60. Stoskopf, M. K. 1993. Fish Medicine. Philadelphia: W. B. Saunders Co, 882 p.

61. Svobodova, Z., Machhova, J., Kroupova, H., Smutna, M. and Groch, L. 2007. Ammonia autointoxication of common carp, case studies. Aquaculture International,15: 227-286.

62. Takabe, S., Teranishi, K., Takaki, S., Kusakabe, M., Hirose, S., Kaneko, T. and Hyodo, S. 2012. Morphological and functional characterization of a novel Na+/K+-ATPase-immunoreactive, follicle-like structure on the gill septum of Japanese banded houndshark, Triakis scyllium. Cell and Tissue Research, 348: 141-153.

63. Thangam, Y., Perumayee, M., Jayaprakash, S., Umavathi, S. and Basheer, S. K. 2014. Studies of Ammonia Toxicity on Hematological parameters to Freshwater Fish Cyprinus carpio (Common carp). International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences, 3(12): 535-542.

64. Van Vuren, J. H. J. 1986. The effects of toxicants on the hematology of Labeo umbratus (Teleostei; cyprinidae). Comparative Biochemistry and Physiology, 83: 155-159.

65. Wang, P., Lin, C., Hwang, L., Huang, C., Lee, T. and Hwang, P. 2013. Differential responses in gills of euryhaline tilapia, Oreochromis mossambicus, to various hyperosmotic shocks. Comparative Biochemistry and Physiology, 152: 544-551.

66. Wlasow, T., Dabrowska, H. and Ziomek, E. 1990. Hematology of carp in acute intoxication with ammonia. Polskie Archiwum Hydrobiologii, 37(3): 419-428.