نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه علوم دامی، پردیس کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه تهران

2 دانش آموخته دکتری فیزیولوژی دام گروه علوم دامی پردیس کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه تهران

چکیده

این مطالعه برای بررسی اثر افزودن کریسین در رقیق کننده منی بر ویژگی‌های کیفی اسپرم خروس در شرایط نگهداری برون‌تنی انجام شد. نمونه‌های منی از پنج قطعه خروس (سویه راس 308) در سن 44 هفتگی جمع‌آوری شدند. پس از ارزیابی‌های اولیه (جنبایی بالای 60 درصد) با یکدیگر مخلوط و به پنج قسمت مساوی تقسیم شده و هر قسمت با یکی از رقیق‌کننده‌های زیر رقیق شد: 1) رقیق‌کننده شاهد منفی (بدون افزودنی)، 2) رقیق‌کننده شاهد مثبت (حاوی 4 درصد دی‌متیل سولفوکسید)، 3) رقیق-کننده حاوی 25 میکرومول کریسین (کریسین-25) ، 4) رقیق‌کننده حاوی 50 میکرومول کریسین (کریسین-50) و 5) رقیق‌کننده حاوی 75 میکرومول کریسین (کریسین-75). فراسنجه‌های مختلف اسپرم شامل جنبایی کل و پیش‌رونده، یکپارچگی و فعالیت غشای پلاسمایی در زمان‌های صفر، 6، 12 و 24 ساعت پس از نگهداری در دمای 4 درجه سانتی‌گراد، ارزیابی شدند. بر اساس نتایج بدست آمده، سطوح مختلف کریسین نتوانست جنبایی کل و پیشرونده، یکپارچگی و فعالیت غشاء اسپرم‌ها طی نگهداری در دمای چهار درجه سانتیگراد را تغییر دهد (05/0p>). همچنین، اثر زمان برای همه فراسنجه‌ها و اثر متقابل تیمار و زمان برای فعالیت غشاء پلاسمایی معنی‌دار بود. بنابراین، افزودن کریسین نتوانست اثرات منفی وابسته به زمان را طی نگه‌داری برون‌تنی اسپرم خروس تعدیل کند. بهرحال، به نظر می‌رسد برای تایید این نتایج به مطالعات بیشتری نیاز است.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

The effect of Chrysin inclusion to Beltsville extender on cooling storage of rooster sperm

نویسندگان [English]

  • Afshin Seifi-Jamadi 1
  • Mahdi Zhandi 1
  • Mahdi Ansari 2

1 Department of Animal Science, College of Agriculture and Natural Resources, University of Tehran

2 PhD graduated in Animal Physiology, College of agriculture and national resources, University of Tehran

چکیده [English]

This study was conducted to investigate the effect of Chrysin inclusion to semen extender on rooster sperm quality during in vitro storage. Semen samples were collected from five 44-week-old male broiler breeders (ROS 308). After primary evaluation (motility >60%), semen samples were pooled and divided into five equal part and each part was diluted with one of the following extenders: 1) control negative extender (without any additive), 2) control positive extender (with 4% DMSO), 3) extender containing 25 μg of Chrysin (Chrysin-25), 4) extender containing 50 μg of Chrysin (Chrysin-50) and 5) extender containing 75 μg of Chrysin (Chrysin-75). Semen quality parameters including total and forward motility, plasma membrane integrity and functionality were assessed in 0, 6, 12 and 24 hours after preservation at 4°C. Based on obtained results, different levels of Chrysin failed to alter total and forward motility, plasma membrane integrity and functionality of spermatozoa during preservation period at 4°C (p≥0.05). Also, the effect of time in all parameters and the effect of time and treatment interaction in sperm plasma membrane functionality were significant. Therefore, Chrysin inclusion failed to ameliorate the negative time-dependent detrimental effects on rooster sperm quality. However, further research is needed to confirm obtained results.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Chrysin
  • rooster
  • sperm
  • storage

اثر افزودن کریسین به رقیق­کننده بلتسویل بر نگهداری اسپرم خروس در شرایط برون­تنی

افشین سیفی، مهدی انصاری و مهدی ژندی*

ایران، کرج، پردیس کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه تهران، گروه علوم دامی

تاریخ دریافت: 28/5/96                تاریخ پذیرش: 16/11/96

چکیده

این مطالعه برای بررسی اثر افزودن کریسین در رقیق‌کننده منی بر ویژگی­های کیفی اسپرم خروس در شرایط نگهداری برون­تنی انجام شد. نمونه­های منی از پنج قطعه خروس (سویه رأس 308) در سن 44 هفتگی جمع­آوری شدند. پس از ارزیابی­های اولیه (جنبایی بالای 60 درصد) با یکدیگر مخلوط و به پنج قسمت مساوی تقسیم شده و هر قسمت با یکی از رقیق­کننده­های زیر رقیق شد: 1) رقیق­کننده شاهد منفی (بدون افزودنی)، 2) رقیق­کننده شاهد مثبت (حاوی 4 درصد دی­متیل سولفوکسید)، 3) رقیق­کننده حاوی 25 میکرومول کریسین (کریسین-25) ، 4) رقیق­کننده حاوی 50 میکرومول کریسین (کریسین-50) و 5) رقیق­کننده حاوی 75 میکرومول کریسین (کریسین-75). فراسنجه­های مختلف اسپرم شامل جنبایی کل و پیش­رونده، یکپارچگی و فعالیت غشای پلاسمایی در زمان­های صفر، 6، 12 و 24 ساعت پس از نگهداری در دمای 4 درجه سانتی­گراد، ارزیابی شدند. براساس نتایج بدست آمده، سطوح مختلف کریسین نتوانست جنبایی کل و پیشرونده، یکپارچگی و فعالیت غشاء اسپرم­ها طی نگهداری در دمای چهار درجه سانتی‌گراد را تغییر دهد (05/0P>). همچنین، اثر زمان برای همه فراسنجه­ها و اثر متقابل تیمار و زمان برای فعالیت غشاء پلاسمایی معنی­دار بود. بنابراین، افزودن کریسین نتوانست اثرات منفی وابسته به زمان را طی نگه­داری برون­تنی اسپرم خروس تعدیل کند. به‌هرحال، به نظر می­رسد برای تأیید این نتایج به مطالعات بیشتری نیاز است.

واژه­های کلیدی: اسپرم، کریسین، خروس، سردسازی

* نویسنده مسئول، تلفن: 32248082-026، پست الکترونیکی:mzhandi@ut.ac.ir

مقدمه

 

در شرایط تلقیح مصنوعی، حفظ قابلیت زنده­مانی و بارورسازی اسپرم در شرایط برون­تنی به­طور کوتاه یا بلندمدت اهمیت زیادی دارد. تلقیح مصنوعی در برخی از کشورهای غربی برای کمک به برخی سازمان­ها برای حفظ نژادهای کمیاب و گونه­های در حال انقراض توسعه‌یافته است (7).

بسته به گونه، اسپرم تازه ممکن است در شرایط برون­تنی و در دمای محیط بدون کاهش معنی­دار در قابلیت بارورسازی به مدت 5 تا 15 دقیقه قابل نگهداری باشد. بااین‌وجود، حساسیت اسپرم تازه در برخی گونه­ها بسیار بالا است. به همین دلیل از رقیق­کننده­های منی برای حفظ زنده­مانی و پتانسیل بارورسازی اسپرم برای مدت کوتاهی پس از انزال استفاده می­شود. بااین‌حال، به دلیل مطالعه ناکافی ذخیره درون­تنی اسپرم در دستگاه تناسلی ماده، استفاده از ترکیبات حاضر در آنجا برای ساخت رقیق­کننده میسر نبوده است (16).

رقیق­کننده­های منی با حفظ شرایط ایزواسموتیک و pH تقریباً خنثی سبب پایداری فیزیکو-شیمیایی اسپرم طی ذخیره برون­تنی می­شوند. سوبستراهای ساده انرژی و همچنین آنتی­اکسیدان­ها و آنتی‌بیوتیک‌ها نیز ممکن است به رقیق­کننده افزوده شود. استفاده از رقیق­کننده نه‌تنها سبب کاهش اثر عوامل مضر (برای مثال مدفوع، ادرار) موجود در پلاسمای منی می­شود بلکه از حضور عناصر حفاظتی اطمینان حاصل می­شود (16).

دیگر جنبه ذخیره اسپرم در مدت‌زمان محدود (دمای بالاتر از صفر درجه سانتی­گراد) نیاز به حفاظت از لیپیدهای غشای پلاسمایی در مقابل رادیکال­های آزاد دارد. لیپیدها به‌عنوان مهم­ترین اجزای غشای پلاسمایی اسپرم در فرایندهایی مانند بلوغ، ظرفیت­پذیری و واکنش آکروزومی نقش دارند که سرانجام در باروری اسپرم تأثیر می­گذارند (12). از دیدگاه بیوشیمیایی، ترکیب لیپیدی غشای پلاسمایی اسپرم تفاوت معنی­داری با غشای پلاسمایی سلول­های سوماتیک دارد. فسفولیپیدهای غشای پلاسمایی اسپرم پرندگان از اسیدهای چرب غیراشباع 6 n-نظیر اسید آراشیدونیک و دوکوزاتتراانوئیک تشکیل‌شده است. سطح بالای اسید چرب در غشای پلاسمایی اسپرم، آن­ها را به پراکسیداسیون لیپیدی حساس می­کند که این فرایند یکی از دلایل اصلی ناباروری در جنس نر می­باشد. درنتیجه غشای پلاسمایی اسپرم باید توسط یک سامانه آنتی­اکسیدانی بسیار کارآمد محافظت شود تا از آسیب اکسیداتیو طی ذخیره درون و برون­تنی جلوگیری شود. گزارش­هایی در ارتباط با پراکسیداسیون لیپیدی اسپرم طیور طی ذخیره برون­تنی گزارش‌شده است. در این راستا، بریک و همکاران (2003) نشان دادند که پراکسیداسیون لیپیدی غشای پلاسمایی اسپرم خروس و بوقلمون در ساعت­های اولیه ذخیره برون­تنی در دمای صفر و دمای بدن روی می­دهد (8). تشکیل پراکسیدها در نگهداری برون­تنی اسپرم با تغییراتی در جنبایی، توانایی ادغام اسپرم-اووسیت و کاهش باروری همراه است (6). در پرندگان گزارش‌شده است که تولید مالون­دی­آلدهید صرف‌نظر از تغییر در جنبایی، همبستگی بالایی با کاهش شدید باروری دارد (20). براین اساس یک سامانه دفاعی سه لایه شامل سوپراکسید دیسموتاز و گلوتاتیون پراکسیداز و پروتئین­های متصل شونده به فلز، به‌عنوان نخستین سطح مسئول جلوگیری از تشکیل رادیکال­های آزاد مطرح شده است. همچنین سطح دوم شامل آنتی‌اکسیدان‌های طبیعی (ویتامین A، ویتامین C، ویتامین E، اسید اوریک، گلوتاتیون و کارتنوئیدها) است که همراه با گلوتاتیون پراکسیداز مانع از تشکیل و گسترش پراکسیدازها می­شوند. سطح سوم بر پایه مشارکت چندین آنزیم (فسفاتازها، پروتئازها، ترانسفرازها) مسئول‌ترمیم و حذف مولکول­های آسیب‌دیده در غشاهای سلولی است (8). باوجود سازوکارهای دفاعی بسیار سازمان‌یافته علیه پراکسیداسیون چربی­ها، سامانه آنتی‌اکسیدانی حاضر در اسپرماتوزوای طیور قادر به جلوگیری کامل از اثرات منفی پراکسیداسیون لیپیدی طی نگهداری برون­تنی نیست، بنابراین استفاده از یک ترکیب آنتی‌اکسیدانی در نگهداری برون­تنی اسپرم طیور ضروری به نظر می­رسد.

فلاونوئید­ها ساختار کلی 15 کربنی دارند که دارای دو حلقه فنیل (A و B) و یک حلقه هتروسیکلیک (C) ترکیبات پلی­فنلی هستند که در عسل، میوه­ها و بسیاری از گیاهان یافت می­شوند (17). کریسین، با اسم شیمیایی 5 و 7-دی­هیدروکسی فلاون عضوی از این ابر خانواده است. اثرات حفاظتی در مقابل آسیب­های اکسیداتیو و آپوپتوز همراه با فعالیت­های استروئیدوژنیک و مهار آروماتاز (14)، کریسین را به گزینه مناسبی برای مطالعه اثر آن برسلول­های جنسی تبدیل کرده است. گزارش‌شده است که تیمار با کریسین خوراکی سبب افزایش شمار اسپرم موش­های صحرایی شده و هنگامی­که این موش­ها با ماده­های فحل آمیزش کردند، نرخ باروری و بچه­زایی بالاتری نشان دادند (10). در پژوهشی دیگر سطح آنزیم­های آنتی­اکسیدانی پلاسمای منی نظیر سوپراکسید دیسموتاز، کاتالاز و گلوتاتیون پراکسیداز و گلوتاتیون پس از تجویز کریسین بهبود یافت (9).

باتوجه به اثرات گسترده فارماکولوژیکی کریسین و نبود مطالعه­ای برای بررسی اثر آن بر اسپرم خروس طی فرایند سردسازی، هدف از انجام این پژوهش بررسی اثر کریسین بر برخی فراسنجه­های کیفی اسپرم خروس طی نگهداری در شرایط سردسازی می­باشد.

مواد و روشها

اختصاص تیمارها: این آزمایش برروی پنج قطعه خروس مادر گوشتی سویه رأس 308 با میانگین وزنی 83/69±25/4906 گرم و سن 40 هفته انجام شد. خروس­ها در داخل قفس­های انفرادی (با ابعاد 1×2/1×2/1 متر) با برنامه نوری 14 ساعت روشنایی و 10 ساعت تاریکی و دمای 21 تا 23 درجه سانتی­گراد نگه­داری شدند. جیره پایه براساس توصیه مغایر مواد مغذی در کتابچه راهنمای شرکت "رأس 308" (2013) تنظیم شد و آنالیز مواد خوراکی براساس جدول آنالیز مواد خوراکی NRC  (1994) و با استفاده از نرم‌افزار جیره نویسی UFFDA انجام گرفت (12 درصد پروتئین خام، 2750 کیلوکالری در کیلوگرم جیره انرژی قابل متابولیسم، کلسیم 7/0 درصد و فسفر 35/0 درصد). باتوجه به اینکه کریسین در آب نامحلول است بنابراین از DMSO به‌عنوان حلال کریسین استفاده شد. تیمارهای آزمایشی شامل شاهد منفی (رقیق­کننده بلتسویل)، شاهد مثبت (رقیق‌کننده بلتسویل + 4 درصد حجمی DMSO)، کریسین-25 (رقیق­کننده بلتسویل + 25 میکرومول کریسین)، کریسین-50 (رقیق­کننده بلتسویل + 50 میکرومول کریسین) و کریسین-75 (رقیق­کننده بلتسویل + 75 میکرومول کریسین) بود. فراسنجه­های اسپرم شامل جنبایی کل و پیش­رونده، فعالیت و یکپارگی غشای پلاسمایی در زمان­های صفر، 6، 12 و 24 ساعت پس از نگه­داری در دمای 4 درجه سانتی­گراد ارزیابی شد.

ارزیابی فراسنجه­های اسپرم

جنبایی کل و پیش­رونده: برای تعیین فراسنجه­های جنبایی و جنبایی پیش­رونده، یک قطره از منی رقیق­سازی شده با سدیم سیترات 9/2 درصد (نسبت 1 به 100) روی لام گذاشته شد. برای جلوگیری از شوک سرمایی به اسپرم، محلول سیترات سدیم در حمام آب گرم در دمای 37 درجه سانتی­گراد قرار داده‌شده بود. جنبایی و جنبایی پیش­رونده با استفاده از میکروسکوپ فازکنتراست (Labomed Inc., USA) با بزرگنمایی 400× و به شیوه چشمی تعیین گردید (4).

یکپارچگی غشای پلاسمایی: برای شناسایی اسپرم­های زنده از مرده، از رنگ­آمیزی حیاتی استفاده شد. برای این منظور یک قطره از مایع منی رقیق‌شده را روی لام قرارداده و سپس با یک قطره کوچک ائوزین- نیگروزین مخلوط گردید. پس‌ازآن گسترش تهیه‌شده با میکروسکوپ فازکنتراست (Labomed Inc., USA) و بزرگنمایی 400× بررسی شد. در این روش اسپرم­های مرده به دلیل نقص در غشاء، رنگ را جذب کرده و قرمز می­شوند درحالیکه اسپرم­های زنده، رنگ را به خود نمی­گیرند. برای هر تیمار تعداد 200 اسپرم شمارش‌شده و درصد اسپرم­های زنده و مرده مشخص شد (13).

فعالیت غشای پلاسمایی: برای تعیین فعالیت غشای پلاسمایی از آزمون تورم هایپواسموتیک (Hypo-Osmotic Swelling Test) استفاده گردید (11). برای انجام این تست، 10 میکرولیتر از منی با 400 میکرولیتر محلول هایپواسموتیک (mOsm/kg 100) مخلوط گردید. سپس نمونه حاصل به مدت 30 دقیقه در دمای 37 درجه سانتی­گراد انکوبه شد. درصد اسپرم­های بادم و ناحیه میانی پیچ­خورده با شمارش 200 اسپرم در بزرگنمایی 400× تعیین گردید (19).

آنالیز آماری: آزمایش حاضر در پنج تیمار و پنج تکرار (در ساعات مختلف) انجام شد. داده­ها بااستفاده از طرح اندازه­گیری­های تکرارشونده و با رویه MIXED تجزیه تحلیل شدند (SAS, 2003). مقایسه میانگین با LSmeans برای آزمون توکی و در سطح آماری 5 % انجام گرفت. معادله مدل آماری به‌قرار زیر بود:

Yijk = µ+Ti+Wj+tk+(T*t)ik+eijkl

(T*t)ik=اثرات متقابل تیمار×زمان

Yijklm= صفت موردمطالعه

Ti= تیمار        Wj=اثر تصادفی تکرار آزمایش

tk= زمان             eijk=اثر باقیمانده

نتایج

اثرات تیمار، زمان و برهم­کنش آن­ها بر فراسنجه­های کیفی اسپرم شامل جنبایی کل و پیش­رونده، یکپارچگی و فعالیت غشای پلاسمایی در جدول 1 آورده شده است. نتایج نشان می­دهند که صفات مورد بررسی به‌طور معنی­داری تحت تأثیر زمان قرارگرفتند (05/0P<). اما تیمارهای آزمایشی هیچ تفاوت معنی­داری ازنظر جنبایی کل، جنبایی پیش­رونده، یکپارچگی و فعالیت غشای پلاسمایی نداشتند (05/0P>).

 

جدول 1- فراسنجه­های کیفی اسپرم خروس طی نگهداری برون تنی در رقیق­کننده بلتسویل همراه با غلظت­های متفاوت کریسین (Lsmeans ±SE).

صفات (درصد)

تیمارهای آزمایشی

P value

شاهد منفی

شاهد مثبت

کریسین-25

کریسین-50

کریسین-75

تیمار

زمان

تیمار×زمان

جنبایی کل

53/4±21/54

63/4±01/52

19/4±01/59

69/3±43/57

62/3±28/57

32/0

001/0<

99/0

جنبایی پیش­رونده

29/3±97/35

08/4±18/32

29/3±2/43

18/4±18/40

91/2±41/34

61/0

001/0<

43/0

یکپارچگی غشای پلاسمایی

09/5±23/61

58/4±48/62

89/3±71/59

68/3±82/63

03/4±41/61

43/0

001/0<

96/0

فعالیت غشای پلاسمایی

76/3±07/58

45/5±78/50

76/3±38/58

77/3±15/58

38/3±45/57

22/0

001/0<

003/0<

تیمارها شامل کنترل منفی (رقیق‌کننده بلتسویل)، کنترل مثبت (رقیق‌کننده بلتسویل + 4 درصد حجمی دی­متیل­سولفواکسید)، کریسین-25، کریسین-50، کریسین-75 (رقیق­کننده بلتسویل + 25، 50 و 75 میکرومول کریسین، به ترتیب).

a و b: در هر ردیف میانگین‌های با حروف غیرمشترک در سطح 05/0 اختلاف معنی­دار دارند.

 

اثر زمان سردسازی بر فراسنجه­های کیفی اسپرم خروس در جدول 2 آورده شده است. نتایج نشان می­دهد که با افزایش زمان نگه­داری میزان همه فراسنجه­های کیفی اسپرم کاهش می­یابد (01/0P<). یکپارچگی غشای پلاسمایی در زمان صفر بازمان 12 ساعت تفاوت آماری معنی­داری نشان نداد (05/0P>).

 

جدول 2- تأثیر مستقل زمان­های مختلف سردسازی بر فراسنجه­های کیفی اسپرم خروس طی نگهداری برون تنی در رقیق­کننده بلتسویل (Lsmeans±SE).

صفات (درصد)

زمان (ساعت)

 

P value

صفر

6

12

24

 

جنبایی کل

a86/3±06/71

b43/2±06/57

b67/1±17/53

c92/2±59/41

 

001/0

جنبایی پیش­رونده

a11/3±20/52

b21/2±80/40

c78/1±33/30

d36/1±47/25

 

001/0

یکپارچگی غشای پلاسمایی

a06/4±47/74

a02/2±36/71

b57/1±86/56

c80/1±23/44

 

001/0

فعالیت غشای پلاسمایی

a72/0±8/69

b23/1±75/59

c55/1±18/48

d36/1±66/37

 

001/0

a، b، c و d: در هر ردیف میانگین­های با حروف غیرمشترک در سطح 05/0 اختلاف معنی­دار دارند.

 

 

اثر سطوح مختلف کریسین در زمان­های مختلف برفعالیت غشای پلاسمایی اسپرم در نمودار1 آورده شده است. براساس این نتایج، کاهشی در درصد اسپرم­های با غشای فعال در طول زمان در گروه­های تیماری مشاهده شد. این کاهش در گروه کنترل مثبت نسبت به سایر گروه­ها شدیدتر و اختلاف آن با دیگر گروه­ها معنی­دار بود (01/0P<).

 

 

نمودار 1- درصد اسپرم­های دارای غشای پلاسمایی فعال طی زمان­های مختلف انکوباسیون در محیط پایه رقیق­کننده بلتسویل به‌اضافه غلظت­های مختلف کریسین. تیمارهای آزمایشی شامل کنترل منفی (رقیق‌کننده بلتسویل)، کنترل مثبت (رقیق‌کننده بلتسویل + 4 درصد حجمی دی­متیل­سولفواکسید)، کریسین-25، کریسین-50، کریسین-75 (رقیق­کننده بلتسویل + 25، 50 و 75 میکرومول کریسین، به ترتیب).


بحث

بهبود روش­های ذخیره کوتاه‌مدت اسپرم طیور برای حفظ باروری به مدت 6 تا 24 ساعت در شرایط مزرعه برای توسعه تلقیح مصنوعی در طیور موردنیاز است. یکی از مهم­ترین دلایل کاهش کیفیت اسپرم در نگه­داری برون­تنی، تنش اکسیداتیو است (6). تنش اکسیداتیو شرایط مربوط به افزایش آسیب سلولی براثر اکسیدان­های مشتق از اکسیژن (ROS) است. زمانی که تولید ROS از ظرفیت آنتی­اکسیدانی پلاسمای منی فراتر رود، منجر به تنش اکسیداتیو می­شود. گزارش‌شده است که همه اجزای سلولی شامل لیپیدها، پروتئین­ها، اسیدهای نوکلوئیک و قندها از اهداف احتمالی تنش اکسیداتیو هستند (3). از طرفی دیگر، یکی از اصلی­ترین پیامدهای رایج تنش اکسیداتیو، پراکسیداسیون لیپیدها است. باتوجه به اینکه غشای پلاسمایی اسپرم سرشار از لیپیدهای اشباع و غیراشباع می­باشد، پراکسیداسیون لیپیدی باعث از بین رفتن ساختار غشای پلاسمایی شده و درنتیجه میزان زنده­مانی و جنبایی اسپرم­ را کاهش می­دهد. مطالعات مختلفی بااستفاده از افزودن آنتی­اکسیدان­های مختلف در رقیق‌کننده منی برای کاهش اثرات منفی پراکسیداسیون لیپیدی انجام‌شده است (1و 2). ازجمله ترکیباتی که خاصیت آنتی‌اکسیدانی دارند، فلاوونوئیدها می­باشند. آنها ترکیباتی هستند که از طریق سازوکارهای مختلف از لیپیدها در برابر آسیب اکسیداتیو حفاظت می­کنند (18) که شامل 1) مهار تشکیل ROS با مهار آنزیم­ها یا از طریق به دام انداختن ریز عناصر درگیر در تشکیل رادیکال­های آزاد. 2) حذف ROS و 3) حفاظت از سیستم دفاع آنتی‌اکسیدانی با افزایش میزان آن­ها. در پژوهش حاضر، اثر افزودن کریسین به‌عنوان عضوی شناخته‌شده از خانواده فلاونوئیدها، به رقیق­کننده بلتسویل بر فراسنجه­های کیفی اسپرم خروس طی نگه­داری در شرایط سردسازی بررسی شد. کریسین، اثر معنی­داری بر فراسنجه­های کیفی موردبررسی دراین آزمایش نداشت. سازوکار اصلی این نتایج را به‌سختی می­توان پاسخ داد ولی به نظر می­رسد کریسین از طریق سازوکارهای متفاوتی در شرایط درون­تنی و برون­تنی عمل می­نماید. اثر محرک آن در بهبود فراسنجه­های اسپرم (8و 9) و کاهش تنش اکسیداتیو و آپوپتوز در تجویز خوراکی آن مشاهده‌شده است (14). برخلاف نتایج پژوهش حاضر، الطواش و همکاران (2017) گزارش کردند که تجویز خوراکی کریسین باعث بهبود جنبایی کل و پیش­رونده، زنده­مانی و یکپارچگی غشای پلاسمایی اسپرم و باروری خروس­ها شد (5). اما، مطابق بااین نتایج در پژوهشی دیگر افزودن کریسین به محیط کشت لاین سلولی آستروگلیا سبب کاهش بیش از 50 درصدی زنده­مانی شده است (15). کاهش فعالیت غشای پلاسمایی تیمار شاهد مثبت در پژوهش پیش­رو احتمالاً به اثرات منفی دی­متیل سولفوکسید که به‌عنوان حلالی برای کریسین استفاده‌شده است برمی­گردد. اثری که در مورد سایر فراسنجه­ها دیده نشد. دی‌متیل‌سولفوکسید به‌عنوان سرما محافظ و نیز در نقش حلال برای برخی مواد شیمیایی کاربرد دارد و توانایی نفوذ آن از غشای پلاسمایی به‌خوبی در پژوهش­های قبلی گزارش‌شده است. بررسی اثر افزودن آن بر محیط برون تنی اسپرم خوک نشان داده است که باوجود افزایش دو برابری ناپایداری کروماتین در غلظت­های پایین دی­متیل­سولفوکسید، جنبایی اسپرم تغییر معنی­داری نداشت (13).

نتیجه ­گیری

در این مطالعه افزودن کریسین به رقیق­کننده بلتسویل نتوانست مانع از کاهش کیفیت اسپرم خروس طی نگه­داری در دمای پایین شود. از دلایل احتمالی برای عدم مشاهده اثر معنی­دار سازوکار متفاوت اثر در شرایط درون­تنی و برون­تنی است، اما برای تأیید نتایج این آزمایش نیاز به پژوهش­های بیشتری است.

1- نارنجی ثانی، ر.، 1395. اثر ویتامین سی و گلیسرول بر مشخصات پس از ذوب منی قوچ سنگسری، مجله پژوهشهای جانوری، جلد 29، شماره 3، صفحات 360-368.

2- خرم‌آبادی، ف.، خدایی مطلق، م.، و مرادی، م. ح.، 1396. اثر افزودن نانوذرات سلنیوم در محیط رقیق‌کننده منی در آزمایشگاه بر فراسنجه­های اسپرم پس از انجماد قوچ فراهانی. مجله پژوهشهای جانوری، جلد 30، شماره 3، صفحات 312-322.

 

3- Agarwal, A., Makker, K., and Sharma, R., 2008. Clinical relevance of oxidative stress in male factor infertility: an update. American Journal of Reproductive Immunology, 59(1), PP: 2-11.

4- Akhlaghi, A., Jafari Ahangari, Y., Zhandi, M., and Peebles, E. D., 2014. Reproductive performance, semen quality, and fatty acid profile of spermatozoa in senescent broiler breeder roosters as enhanced by the long-term feeding of dried apple pomace. Animal Reproduction Science,147(1–2), PP: 64-73.

5- Altawash, A. S. A., Shahneh, A. Z., Moravej, H., and Ansari, M., 2017. Chrysin-induced sperm parameters and fatty acid profile changes improve reproductive performance of roosters. Theriogenology, 104, PP: 72-79.

6- Zhandi, M., and Sharafi, M., 2015. Negative effect of combined cysteine and glutathione in soy lecithin-based extender on post-thawed ram spermatozoa. Cell and Tissue Banking. 16(3), PP:443-448.

7- Blesbois, E., and Brillard, J. P., 2007. Specific features of in vivo and in vitro sperm storage in birds. Animal,1(10), PP: 1472-1481.

8- Breque, C., Surai, P., and Brillard, J. P., 2003. Roles of antioxidants on prolonged storage of avian spermatozoa in vivo and in vitro. Molecular Reproduction and Development, 66(3), PP: 314-323.

9- Ciftci, O., Ozdemir, I., Aydin, M., and Beytur, A., 2012. Beneficial effects of chrysin on the reproductive system of adult male rats. Andrologia, 44(3), PP: 181-186.

10- Dhawan, K., Kumar, S., and Sharma, A., 2002. Beneficial effects of chrysin and benzoflavone on virility in 2-year-old male rats. Journal of Medicinal Food, 5(1), PP: 43-48.

11- Jeyendran, R., Van der Ven, H., Perez-Pelaez, M., Crabo, B., and Zaneveld, L., 1984. Development of an assay to assess the functional integrity of the human sperm membrane and its relationship to other semen characteristics. Journal of Reproduction and Fertility,70(1), PP: 219-228.

12- Kelso, K. A., Cerolini, S., Noble, R. C., Sparks, N. H. C., and Speake, B. K., 1996. Lipid and antioxidant changes in semen of broiler fowl from 25 to 60 weeks of age. Journal of Reproduction and Fertility, 106(2), PP: 201-206.

13- Lukaszewicz, E., Jerysz, A., Partyka, A., and Siudzinska, A., 2008. Efficacy of evaluation of rooster sperm morphology using different staining methods. Research in Veterinary Science, 85(3), PP: 583-588.

14- Mantawy, E. M., El-Bakly, W. M., Esmat, A., Badr, A. M., and El-Demerdash, E., 2014. Chrysin alleviates acute doxorubicin cardiotoxicity in rats via suppression of oxidative stress, inflammation and apoptosis. European Journal of Pharmacology, 728, PP: 107-118.

15- Markiewicz-Zukowska, R., Car, H., Naliwajko, S. K., Sawicka, D., Szynaka, B., Chyczewski, L., and Borawska, M. H., 2012. Ethanolic extract of propolis, chrysin, CAPE inhibit human astroglia cells. Advances in Medical Sciences, 57(2), PP: 208-216.

16- Nabi, M. M., Kohram, H., Zhandi, M., Mehrabani-Yeganeh, H., Sharideh, H., Zare-Shahaneh, A., and Esmaili, V., 2016. Comparative evaluation of Nabi and Beltsville extenders for cryopreservation of rooster semen. Cryobiology, 72(1), PP: 47-52.

17- Nijveldt, R. J., Van Nood, E., Van Hoorn, D. E., Boelens, P. G., Van Norren, K., and Van Leeuwen, P. A., 2001. Flavonoids: a review of probable mechanisms of action and potential applications. American Journal of Clinical Nutrition, 74(4), PP: 418-425.

18- Pandey, A. K., and Kumar, S., 2012. Antioxidant, lipo-protective and antibacterial activities of phytoconstituents present in Solanum xanthocarpum root. International Review of Biophysical Chemistry, 3(3), PP: 42-47.

19- Santiago-Moreno, J., Castaño, C., Coloma, M. A., Gomez-Brunet, A., Toledano-Diaz, A., Lopez-Sebastian, A., and Campo, J. L., 2009. Use of the hypo-osmotic swelling test and aniline blue staining to improve the evaluation of seasonal sperm variation in native Spanish free-range poultry. Poultry Science, 88(12), PP: 2661-2669.

20- Wishart, G., 1984. Effects of lipid peroxide formation in fowl semen on sperm motility, ATP content and fertilizing ability. Journal of Reproduction and Fertility, 71(1), PP: 113-118.