نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان

چکیده

مطالعه پارامترهای خونی به‌طور گسترده جهت ارزیابی وضعیت سلامت و نیز به‌عنوان شاخص‌های استرس در ماهیان استفاده می‌شود. مطالعه حاضر به‌منظور اندازه‌گیری گلوکز، کلسترول و هماتوکریت به‌عنوان شاخص‌های ارزیابی اثر دانه شنبلیله بر سلامت و مقاومت کپورمعمولی (057/0±457/2 گرم) نسبت به استرس شوری انجام شد. ماهیان در چهار گروه در سطوح مختلف صفر، 5/0، 1و 5/1% شنبلیله تعذیه شدند. بعد از 70 روز تغذیه، به‌منظور سنجش گلوکز و هماتوکریت، خون‌گیری طی پنج مرحله انجام شد (یکبار قبل از استرس و چهار مرحله بعد از استرس). شوری به‌طور معنی‌داری بر میزان گلوکز، کلسترول و هماتوکریت تأثیر داشت (05/0>P). در روز اول پس از استرس، میزان گلوکز و هماتوکریت در همه‌ی تیمارها در مقایسه با میزان آن‌ها قبل از استرس به‌طور معنی‌داری افزایش یافت (05/0>P). بعد از استرس، میزان کلسترول در همه تیمارها در مقایسه با قبل از استرس به‌طور معنی‌داری کاهش یافت (05/0>P). میزان هماتوکریت در بین تیمارهای مختلف تفاوت معنی‌دار نداشت (05/0P). سطوح گلوکز و هماتوکریت در همه تیمارها به تدریج از روز سوم کاهش یافت. بعد از استرس، تفاوت معنی‌داری در میزان بازماندگی در بین تیمارها مشاهده نشد (05/0

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effect of Salinity Stress on Survival, Biochemical and Blood Parameters of Cyprinus carpio Fed with Fenugreek Seed (Trigonella foenum–graecum) Supplement

نویسنده [English]

  • zahra roohi

چکیده [English]

The study of blood parameters has been widely used to assess the health status and as stress indicators in fishes. This study was conducted in order to measure of glucose, cholesterol and hematocrit as indicators to evaluate the effect of fenugreek seeds meal (FKSM) on health and resistance of common carp (2.457±0.057 g) to salinity stress. Fish were divided into four groups fed on diets containing FKSM in different levels; 0 (control), 0.5, 1 and 1.5%. After 70 days feeding, blood samples were obtained in five stages (once before and four times after stress) for evaluate glucose and hematocrit levels. Salinity significantly affected glucose, cholesterol and hematocrit (P

کلیدواژه‌ها [English]

  • Cyprinus carpio
  • Fenugreek seed
  • Blood parameters
  • salinity stress

اثر تنش شوری روی بقاء، پارامترهای بیوشیمیایی و خونی کپور معمولی
(
Cyprinus carpio L., 1758) تغذیه شده با مکمل غذایی دانه شنبلیله

زهرا روحی*، محمدرضا ایمان­پور، ولی­اله جعفری، وحید تقی­زاده

گرگان، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، دانشکده شیلات و محیط­زیست، گروه شیلات 

تاریخ دریافت: 12/12/92              تاریخ پذیرش: 21/3/93 

چکیده 

مطالعه پارامترهای خونی به­طور گسترده جهت ارزیابی وضعیت سلامت و نیز به­عنوان شاخص­های استرس در ماهیان استفاده می­شود. مطالعه حاضر به­منظور اندازه­گیری گلوکز، کلسترول و هماتوکریت به­عنوان شاخص­های ارزیابی اثر دانه شنبلیله بر سلامت و مقاومت کپور معمولی (057/0±457/2 گرم) نسبت به استرس شوری انجام شد. ماهیان در چهار گروه در سطوح مختلف 0، 5/0، 1و 5/1% شنبلیله تعذیه شدند. بعد از 56 روز تغذیه، به­منظور سنجش گلوکز و هماتوکریت، خون­گیری طی پنج مرحله انجام شد (یکبار قبل از استرس و چهار مرحله بعد از استرس). شوری به­طور معنی­داری بر میزان گلوکز، کلسترول و هماتوکریت تأثیر داشت (05/0>P). در روز اول پس از استرس، میزان گلوکز و هماتوکریت در همه­ی تیمارها در مقایسه با میزان آن­ها قبل از استرس به­طور معنی­داری افزایش یافت (05/0>P). بعد از استرس، میزان کلسترول در همه تیمارها در مقایسه با قبل از استرس به­طور معنی­داری کاهش یافت (05/0>P). میزان هماتوکریت در بین تیمارهای مختلف تفاوت معنی­دار نداشت (05/0P). سطوح گلوکز و هماتوکریت در همه تیمارها به تدریج از روز سوم کاهش یافت. بعد از استرس، تفاوت معنی­داری در میزان بازماندگی در بین تیمارها مشاهده نشد (05/0

واژه های کلیدی: کپور معمولی، دانه شنبلیله، پارامترهای خون، تنش شوری

* نویسنده مسئول، تلفن: 09106071079، پست الکترونیکی: roohi26_iut@yahoo.com

مقدمه 

 

کپور معمولی (Cyprinus carpio L., 1758) جزء ماهیان اقتصادی دریای خزر است (2) و به­علّت ویژگی­های منحصر به­فرد پرورشی در اکثر کشورهای دنیا تکثیر و پرورش داده می­شود و در ایران نیز به­عنوان یکی از گونه­های با اهمیت اقتصادی بالا و پرطرفدار در اکثر مناطق کشور کشت می­شود (3). در سال­های اخیر به­دلیل صید بی رویه مولدین، تغییر در شرایط رودخانه­ها و افزایش آلودگی، جمعیت مولدین طبیعی کاهش یافته (4) که به­منظور بازسازی ذخایر، اقدام به تکثیر نیمه طبیعی این ماهی شده است. یکی از مشکلات عمده، تلفات بچه­ماهیانی است که از مراکز تکثیر رهاسازی می­شوند (48). همچنین، در طول دوره­ی پرورش و حمل و نقل در معرض عوامل استرس­زا مانند دستکاری، کیفیت آب و تغییر در میزان دما و شوری آب قرار می­گیرند (19، 22، 52، 61).

درک ماهیت پاسخ فیزیولوژیک ماهی پرورشی به تنش­های مربوط به آبزی­پروری از مهم­ترین مسائل روز در خصوص بهبود شرایط نگهداری ماهیان و نیز افزایش محصول پرورشی است (6). به­طور­کلی، ماهیان سازگاری­های بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی تکامل یافته­ای تحت عنوان پاسخ استرس برای مقابله با این چنین محدودیت­ها دارند، که مانع اثرات زیان­آور می­شود و یا آنها را به حداقل می رساند (32). پاسخ استرس شامل پاسخ اولیه، ثانویه و پاسخ سوم می­باشد (18، 23، 26). پاسخ اولیه شامل دریافت یک تغییر حالت توسط سیستم عصبی مرکزی و آزادسازی هورمون­های استرس، کورتیزول و کاتکولامین­ها توسط سیستم آندوکرین به جریان خون می­باشد (45). پاسخ­های ثانویه به­عنوان نتیجه­ای از استرس رخ می­دهد که منجر به تغییر در خون، شیمی بافت (39) و تغییرات هماتولوژی مانند قند خون (56) می­شود. پاسخ سوم در وضعیت رشد فیزیکی، مقاومت به بیماری و ظرفیت تولید­مثلی جاندار آشکار می­شود (12، 13، 32). بسیاری از این پاسخ­ها به­عنوان شاخص­های کمّی استرس در ماهیان استفاده می­شود (17).

یکی از شاخص­های مهم و قابل اطمینان در بررسی وضعیت سلامتی و فیزیولوژیکی ماهیان سنجش پارامترهای خون آنهاست که از تغذیه، عوامل محیطی و سن اثر می پذیرد (20). کورتیزول و گلوکز شاخص­های مناسب فیزیولوژیک جهت بررسی رخداد استرس در ماهیان می باشند (34) که به هنگام وقوع استرس مقادیر آن­ها افزایش می­یابد (15، 44، 50). علاوه­براین، پارامترهای هماتولوژیکی می­تواند به­عنوان شاخص­های شرایط فیزیولوژیک، حضور بیماری و استرس استفاده شود (46). بنابراین، مطالعه­ی پارامترهای خونی در ماهیان به­طور گسترده می­تواند برای تعیین تغییرات فیزیوپاتولوژیک در شرایط مختلف استرس استفاده شود (47).

در حال حاضر چالش عمده در آبزی­پروری، بهبود جیره­های فرموله شده برای بهینه­سازی و ارتقاء سلامت ماهیان می­باشد (7). شنبلیله (Trigonella foenum graecum) گیاهی یکساله است که دارای دانه­های غنی از پروتئین و برگ­های آن سرشار از ویتامین­ها و مواد معدنی است (8). شنبلیله غنی از فلاوونوئیدها و ساپونین­ها است که نشان دهنده عملکردهای حفاظتی برای آسیب اکسیداتیو (31) و خواص ایمنی می­باشد (16). همچنین دارای لکتین و کولین است که به حل­شدن کلسترول و ترکیبات چربی، مواد معدنی، آهن، فسفات و ویتامین A و D کمک می­کند (58). اثرات مثبت این گیاه بر رشد و پاسخ ایمنی تیلاپیا تأیید شده است (8).

یکی از راه­هایی که می­توان برای موفقیت عملیات بازسازی ذخایر بکار برد، افزایش تحمل استرس از طریق دستکاری جیره غذایی ماهیان است. لذا هدف از این مطالعه بررسی اثر شوری بر پاسخ­های فیزیولوژیک استرس در ماهیان کپور معمولی تغذیه شده با مکمل غذایی دانه شنبلیله، بهبود روش­های پرورش تجاری و حفظ ذخایر کپور معمولی در محیط­های طبیعی است.

مواد و روش­ها

تهیّه ماهی: این پژوهش در تابستان 1392 در مرکز تحقیقات آبزی­پروری شهید فضلی برآبادی دانشگاه علوم‌‌کشاورزی و منابع طبیعی گرگان انجام شد. در این مطالعه، تعداد 180 قطعه ماهی کپور معمولی (057/0±457/2 گرم) از کارگاه تکثیر و پرورش ماهی کلمه سیجوال در استان گلستان تهیّه و به مدت دو هفته در شرایط آزمایشگاه نگهداری شدند. آزمایش به­صورت کاملاً تصادفی با چهار تیمار و سه تکرار در هر سطح، به مدت 8 هفته انجام شد. هر تیمار به میزان 3% وزن بدن، 4 بار در روز تغذیه می­شدند. هر دو هفته، ماهیان هر تیمار وزن و مقدار غذادهی براساس آن تنظیم می­شد. مدفوع و دیگر مواد باقیمانده هر روز صبح از مخازن خارج می­شد. در طول دوره­ی پرورش دمای آب 1±25 درجه سانتی­گراد، اکسیژن محلول در آب 65/0±9/5 میلی­گرم در لیتر و اسیدیته آب 07/0±8/7 بود. در هر آکواریوم 15 قطعه ماهی قرار گرفت.

تهیّه جیره غذایی: دانه شنبلیله از بازار محلی تهیّه و به­صورت پودر شده از الک عبور داده شد. چهار تیمار با سطوح مختلف 0، 5، 10 و 15 گرم شنبلیله در یک کیلوگرم غذا تهیّه شد. مواد تشکیل­دهنده هر تیمار با اضافه کردن مقداری آب گرم ترکیب شده، خمیرهای تهیّه شده از چرخ گوشت عبور داده شدند و غذاهای مورد آزمایش ساخته شد. غذاهای مرطوب در دمای اتاق به مدت 2 روز خشک شدند (8).

پس از 56 روز تغذیه، جهت بررسی اثر پودر دانه شنبلیله اضافه شده به جیره، تیمارها به مدت هفت روز تحت تنش شوری 13 گرم در لیتر قرار گرفت و میزان گلوکز، کلسترول، هماتوکریت و درصد بازماندگی آن­ها اندازه گیری شد.

سنجش گلوکز، کلسترول و هماتوکریت: میزان هماتوکریت، کلسترول و گلوکز قبل از تنش شوری و بعد از انتقال ماهیان به شوری مورد نظر طی چهار مرحله (روزهای اوّل، سوّم، پنجم و هفتم پس از تنش) اندازه­گیری شد. به منظور آنالیز هماتوکریت، نمونه­های خون با قطع ساقه دمی با استفاده از لوله­های مویینه­ی هپارینه و دستگاه هماتوکریت خوان انجام شد. برای آنالیز کلسترول و گلوکز، نمونه­های خون فوراً در دمای اتاق سانتریفیوژ (با دور 5000 در دقیقه و به مدت 7 دقیقه) و پلاسما جدا شده و در دمای 20- درجه سانتی­گراد تا زمان آنالیز نگهداری شد. میزان گلوکز و کلسترول با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر و کیت­های تجاری (پارس آزمون، ایران) اندازه­گیری شد.

تجزیه وتحلیل داده­ها به روش آنالیز واریانس یک­طرفه و آزمون دانکن جهت مقایسه میانگین­ها انجام شد. اختلاف بین میانگین­ها در تیمارهای مختلف با سطح اطمینان 05/0P< تعیین گردید. برای عملیات آماری از نرم­افزار 16 SPSS استفاده شد.

نتایج 

نتایج مربوط به بازماندگی تیمارهای مختلف بعد از تنش شوری (جدول یک) نشان داد که ماهیان تغدیه شده با شنبلیله 1%، بیشترین بازماندگی و ماهیان تغذیه شده با شنبلیله 5/1% کمترین بازماندگی را داشتند. با این­حال، بین هیچ­یک از تیمارهای آزمایش تفاوت معنی­داری مشاهده نشد (05/0P>).

 

 

جدول 1- بازماندگی (میانگین± انحراف معیار) کپور معمولی تغذیه شده با شنبلیله تحت تنش شوری

شنبلیله 5/1%

شنبلیله 1%

شنبلیله 5/0%

شاهد

شاخص

13

13

13

13

                 ) pptشوری (

43/9±33/93a

100a

71/4±67/96a

71/4±67/96a

درصد بازماندگی

 تذکر: حروف انگلیسی مشابه در هر ردیف نشان­دهنده عدم اختلاف معنی­دار در سطح 05/0>P

جدول 2- تغییرات غلظت شاخص هماتوکریت (میانگین± انحراف معیار) در ماهیان تغذیه شده با شنبلیله تحت تنش شوری

شنبلیله 5/1%

شنبلیله 1%

شنبلیله 5/0 %

شاهد

شاخص هماتوکریت (%)

aC354/0±55/31

aC212/0±95/30

aB899/2±85/28

aD414/1±9/31

قبل از تنش

aA78/7±5/51

aA95/4±5/59

aA121/2±5/49

aA707/0±5/59

روز اول پس از تنش

aA707/0±5/49

aB121/2±5/49

aA536/3±5/47

aB414/1±50

روز سوم پس از تنش

aA76/1±75/48

aB83/2±48

aA06/1±75/46

aB66/5±5/44

روز پنجم پس از تنش

aA121/2±5/43

aB47/2±75/46

aA77/1±25/46

aB414/1±44

روز هفتم پس از تنش

تذکر: حروف انگلیسی کوچک غیرمشابه در هر ردیف و حروف انگلیسی بزرگ غیرمشابه در هر ستون بیانگر اختلاف معنی­دار در سطح 05/0 > P

جدول 3- تغییرات گلوکز (میانگین± انحراف معیار) بر حسب میلی­گرم در دسی­لیتر در ماهیان تغذیه شده با شنبلیله تحت تنش شوری

شنبلیله 5/1%

شنبلیله 1%

شنبلیله 5/0%

شاهد

شاخص گلوکز

aC365/16±81/116

aC703/0±1/116

aC716/24±84/114

aC94/4±47/117

قبل از تنش

aA13/20±71/309

abA98/12±22/299

bcA15/15±39/262

cA7/14±92/243

روز اول پس از تنش

aB58/8±22/190

aB3/13±34/166

aB074/5±41/196

aB69/12±51/180

روز سوم پس از تنش

aC99/15±85/135

aC99/17±37/116

aC21/12±45/130

aC37/12±57/145

روز پنجم پس از تنش

aC42/8±52/134

aC46/6±51/110

aC561/0±62/122

aC45/6±37/128

روز هفتم پس از تنش

تذکر: حروف انگلیسی کوچک غیرمشابه در هر ردیف و حروف انگلیسی بزرگ غیرمشابه در هر ستون بیانگر اختلاف معنی­دار در سطح 05/0 > P

 

با بررسی هماتوکریت قبل از تنش مشخص گردید که بین تیمارها اختلاف معنی­داری وجود ندارد (05/0P>). با افزایش شوری میزان هماتوکریت در همه­ی تیمارها در مقایسه با قبل از تنش افزایش معناداری نشان داد (05/0P<). با این­حال در بین تیمارها تفاوت معنی­داری مشاهده نشد (05/0P>) و بیشترین مقدار آن 95/4±5/59 در تیمار 1% شنبلیله و کمترین مقدار 121/2±5/49 در تیمار 5/0% شنبلیله مشاهده شد. میزان هماتوکریت از روز سوّم پس از تنش، روند کاهشی را نشان داد (جدول 2). بیشترین تغییرات پارامتراهای ثانویه استرس در روز اول مشاهده شد (جدول 2 و3).

قبل از تنش شوری، میزان گلوکز در تیمارهای مختلف اختلاف معناداری نداشت (05/0P>). با این­حال، بیشترین مقدار 94/4±47/117 در تیمار شاهد و کمترین آن 716/24±84/114 در تیمار شنبلیله 5/0% ثبت گردید. اثر استرس بر تغییرات گلوکز معنی­دار بود. به­طوری که، در روز اوّل پس از تنش در مقایسه با میزان آن قبل از تنش افزایش معناداری نشان داد (05/0P<). در روز اوّل پس از تنش، سطوح گلوکز تیمارهای تغذیه شده با شنبلیله در مقایسه با گروه شاهد افزایش معنی­داری داشت (05/0P<) و بیشترین مقدار 13/20±71/309 در تیمارهای تغذیه شده با شنبلیله 5/1% و کمترین مقدار 7/14±92/243 مربوط به تیمار شاهد بود. میزان گلوکز در تیمارهای مختلف از روز سوّم پس از تنش در مقایسه با روز اول به­طور معنی­دار روند کاهشی را نشان داد (05/0P<). در روزهای سوّم، پنجم و هفتم پس از تنش، میزان گلوکز بین تیمارها تفاوت معنا­داری نداشت (05/0P>) و کمترین سطح گلوکز مربوط به ماهیان تغذیه شده با شنبلیله 1% بود (جدول 3).

قبل از تنش شوری، میزان کلسترول در بین تیمارها تفاوت معنی­داری داشت (05/0>P)، به­طوری که بیشترین میزان کلسترول 91/15±42/210 در گروه شاهد و بیشترین مقدار آن 66/7±25/161 در ماهیان تغذیه شده با شنبلیله 1% مشاهده شد (جدول 4). با افزایش شوری میزان کلسترول در همه­ی تیمارها در مقایسه با قبل از تنش کاهش معناداری نشان داد (05/0P<)، با این­حال در بین تیمارها تفاوت معنی­داری مشاهده نشد (05/0P>). میزان کلسترول بعد از تنش شوری، روند کاهشی را نشان داد، با این­حال این روند کاهشی بین تیمارها معنی­دار نبود (05/0P>). در روز هفتم پس از تنش، کمترین میزان کلسترول 96/6±17/102 در ماهیان تغذیه شده با شنبلیله 1% و بیشترین مقدار آن 59/4±19/132 در گروه شاهد ثبت شد.

بحث و نتیجه­گیری

شوری یکی از مهم­ترین فاکتورهای محیطی است که تغییرات آن بقاء، سوخت­و ساز و پراکنش ماهیان را طی تکامل تحت تأثیر قرار می­دهد (59)، به­طوری که استرس شوری می­تواند مانع بزرگی در جهت تولید ماهیان باشد (1). استرس به شرایطی گفته می­شود که تعادل دینامیک (هموستازی) جانور در نتیجه عمل محرک­های خارجی که عوامل استرس­زا نامیده می­شوند برهم زده شود (61). پاسخ به استرس وابسته به کیفیت، شدت و مدت زمان اثر عامل استرس­زا و موقعیت جاندار است (7). استرس تغییرات زیادی در سطوح هورمون­ها، پروتئین­ها، قند، کلسترول و دیگر ترکیبات پایه­ای خون ماهیان ایجاد می­کند (10، 53). به­طور­کلی، استرس موجب مجموعه­ای از پاسخ­های فیزیولوژیکی می­شود (12، 60)، که با توجه به شدت آن می­تواند رشد، تولید مثل، عملکردهای ایمنی و میزان بازماندگی را تحت تأثیر قرار دهد (61).

 

 

جدول 4- تغییرات کلسترول (میانگین± انحراف معیار) بر حسب میلی­گرم در دسی­لیتر در ماهیان تغذیه شده با شنبلیله تحت تنش شوری 

شنبلیله 5/1%

شنبلیله 1%

شنبلیله 5/0%

شاهد

شاخص کلسترول

abA02/10±08/192

bA66/7±25/161

abA84/8±75/188

aA91/15±42/210

قبل از تنش

aB97/5±22/158

aAB04/5±44/149

aB48/7±71/165

aB74/0±10/165

روز اول پس از تنش

aB85/7±33/158

aAB82/9±61/148

aB24/4±160

aB88/6±8/161

روز سوم پس از تنش

aB67/7±19/144

aB04/9±34/139

aB38/4±91/158

aB48/5±91/158

روز پنجم پس از تنش

aC04/4±56/121

bC96/6±17/102

aC29/5±69/131

aC59/4±19/132

روز هفتم پس از تنش

تذکر: حروف انگلیسی کوچک غیرمشابه در هر ردیف و حروف انگلیسی بزرگ غیرمشابه در هر ستون بیانگر اختلاف معنی­دار در سطح 05/0 > P

 

 

پارامترهای بیوشیمیایی و هماتولوژیکی اغلب به­منظور ارزیابی وضعیت سلامتی ماهیان و نیز شاخص­های استرس در ماهیان استفاده می­شوند (9، 21، 54). بنابراین، تغییر در پارامترهای خونی می­تواند پاسخ فیزیولوژیکی ماهی را نسبت به شرایط مخالف نشان دهد (42). علاوه­براین، میزان تغییر در سطوح کورتیزول، گلوکز و دیگر پارامترهای فیزیولوژیکی، مدت زمان باقیماندن تغییرات ایجاد شده و چگونگی سرعت برگشت آن­ها به سطوح قبل از استرس، به­معنای ارزیابی درجه استرس می­باشد (28).

یکی از پاسخ­های ثانویه­ استرس که اندازه­گیری آن بسیار متداول است، اندازه­گیری گلوکز خون به­عنوان معیار اندازه­گیری غیرمستقیم هورمون استرس است (5، 11). در این مطالعه، سطوح گلوکز ماهیان تحت تنش شوری در مقایسه با قبل از تنش، افزایش یافت، به طوری که بیشترین مقدار آن در ماهیان تیمار شده با مکمل غذایی دانه شنبلیله مشاهده شد که نشان دهنده­ی واکنش فیزیولوژیک ثانویه ماهیان نسبت به شرایط استرس­زا می­باشد (44). افزایش میزان گلوکز را نیز جهت تأمین انرژی برای مقابله با استرس ایجاد شده می­توان توجیه نمود. نکته مهم دیگری که می­توان به آن اشاره نمود، آن است که میزان گلوکز تمام تیمارها در روز سوم پس از تنش روند کاهشی را نشان داد که تصور می­شود این تغییرات به­دلیل سازگار شدن ماهی به محیط جدید حاصل شده است، به­طوری که این روند در تیمارهای تغذیه شده با شنبلیله 1% واضح­تر و کمترین مقدار گلوکز در روز هفتم مربوط به این تیمار بود. نتایج بدست آمده با مطالعات کنانی و همکاران (2004) و حسینی و ترخانی (2013) مطابقت دارد.

در این مطالعه، میزان کلسترول بعد از تنش شوری روند کاهشی داشت. ماهیان تغذیه شده با شنبلیله 1% نسبت سایر تیمارها روند کاهشی آرام­تری نشان داد. کاهش سطوح کلسترول ناشی از مصرف کلسترول ذخیره شده، در جریان خون و سایر بخش­های لیپیدی برای مقابله استرس و جلوگیری از آسیب­های ناشی از آنهاست (51). این نتایج با مطالعه سینق و همکاران (2010) بر ماهی Channa punctatus مطابقت دارد. مایتا و همکاران (1998)، ارتباط بین سطوح چربی­های پلاسما و مقاومت به پاتوژن در تن­زرد باله و قزل­آلای­رنگین­کمان را نشان دادند. سطوح چربی­های پلاسما در ماهیان تحت تأثیر رژیم غذایی (36) و استرس پس از قرار گرفتن در معرض محیط­های کم اکسیژن قرار می­گیرد (37). این یافته­ها نشان می­دهد که کلسترول پلاسما می­تواند شاخصی برای سلامتی و ایمنی ماهیان باشد.

فاکتورهای متعددی مانند سن، جنسیت، اندازه، محیط و شرایط فیزیولوژیکی بر پاسخ­های هماتولوژیکی در ماهیان اثر می­گذارند (25، 55، 57). بخشی از حجم کل خون که توسط گلبول­های قرمز اشغال می­شود هماتوکریت نام دارد. این مقدار یک کمیّت نسبی بوده و بر حسب درصد بیان می­شود. هماتوکریت خون به­عنوان یک شاخص مهم و رایج در تعیین سلامت و بیماری ماهیان مورد استفاده قرار می­گیرد (30). بر اساس برخی مطالعات تحت تأثیر استرس­های فیزیکی میزان هماتوکریت در ماهی افزایش می­یابد (14، 61) که این افزایش ممکن است به­علّت جذب آب در گلبول­های قرمز باشد (41). مطالعه حاضر همانند نتایج حاصله از آزمایش ملک­پورکلبادینه­زهاد و همکاران (2012) بر ماهی کلمه نشان می­دهد که میزان هماتوکریت در روز اول پس از تنش در مقایسه با قبل از تنش افزایش می­یابد. همچنین با مطالعه یلدز و یوزبلک (2001) که نشان دادند افزایش شوری سبب افزایش میزان هماتوکریت در ماهی کپور علفخوار گردید، مطابقت دارد. افزایش میزان هماتوکریت را نیز جهت افزایش منابع اکسیژن برای اندام­های اصلی در پاسخ به درخواست متابولیک بیشتر در طی استرس ایجاد شده می­توان توجیه نمود (49). به­طور کلی، تغییرات هماتولوژی را می­توان با تغییر در تنطیم یون­ها توضیح داد (43).

در این مطالعه، نرخ بازماندگی در بین تیمارها تفاوت معنی­دار نداشت، با این­حال ماهیان تیمارشده با شنبلیله 1% بیشترین بازماندگی را داشت که نشان­دهنده توانایی ماهیان برای مقابله با شوری اعمال شده است. طبق یافته­های کوراتا (1959) و هولیدی و جونس (1967)، بقاء ماهیان به توانایی عملکرد مایعات بدن، حداقل برای مدت کوتاهی نسبت به شرایط غیرطبیعی اسمز درونی و غلظت یونی بستگی دارد. ماهیان به­منظور برگرداندن سطح استرس اسمزی نزدیک به حالت طبیعی، می­توانند مایعات بدن را تنظیم کنند. مهاجرت یا انتقال ناگهانی ماهی از آب شیرین به دریا، به­طور طبیعی منجر به افزایش غلظت اسمزی سرم خون و تغییر در محتوای یونی ماهیان می­شود (24، 40).

به­طور کلی، با افزایش شوری، ماهی نیاز بیشتری به اکسیژن پیدا می­کند و تغییراتی در فیزیولوژی ماهی رخ می­دهد تا انرژی لازم برای تنظیم فشار اسمزی فراهم شود (62). علاوه­براین، ماهیان در پاسخ به استرس حاد، منابع متابولیک و ایمنی (گلوکز) را بکار می­گیرند، اما میزان آن­ها فقط برای مدت کوتاهی بالا باقی می­ماند. به­خوبی شناخته شده است که در سیستم­های پرورش ماهی، اولین یا دومین روز بعد از دستکاری (استرس)، ماهیان از لحاظ بیماری عفونی و شیوع بیماری­های گوناگون و عوامل بیماری­زا بسیار حساس هستند (17).

با توجه به نتایج کسب شده از این تحقیق، مشخص می گردد که مکمل غذایی شنبلیله اثر مثبت و مطلوبی در بروز پاسخ به استرس در کپور معمولی دارد، به­طوری­که توانایی این ماهی را جهت مقابله با استرس شوری افزایش داد. بنابراین استفاده از آن در سطح 1% برای ایجاد شرایط مطلوب­تر پیشنهاد می­گردد.

1-      حافظ امینی، پ.، عریان، ش. و پریور، ک. 1382. بررسی اثرات ناشی از استرس کلرور سدیم روی قند خون و هورمون کورتیزول در ماهی کپور معمولی (Cyprinus carpio). مجله علمی شیلات ایران. سال دوزدهم، شماره 3. صفحات 42-35. 

2-      عبدلی، ا. و نادری، م. 1387. تنوع زیستی ماهیان حوضه­ی جنوبی دریای خزر. تهران. انتشارات علمی آبزیان. 244 صفحه. 

3-      علیشاهی، م.، سلطانی، م.، مصباح، م. و اسمعیلی­راد، ا. 1390. تأثیر تجویز خوراکی عصاره خار مریم (Silybum marianum) بر پاسخ­های ایمنی ماهی کپور معمولی. مجله تحقیقات دامپزشکی. دوره 66، شماره 3، صفحات 263-255.

4-      غنی­نژاد، د. 1377. روش­های بهبود مدیریت ذخایر ماهیان استخوانی دریای خزر. شرکت سهامی شیلات تهران. صفحات 66-57.

5-      مکوندی، ه.، خدادادی، م.، کیوان­شکوه، س. و محمدی مکوندی، ز. 1390. تأثیر استرس شوری بر مقادیر همورمون کورتیزول و گلوکز ماهی کپور علفخوار انگشت­قد (Ctenopharyngodon idella). مجله آبزیان و شیلات. سال دوم، شماره 8، صفحات 84-77.

6-      نعمت­الهی، م.ع. 1389. پاسخ به استرس اسارت در تور در ماهی کپور معمولی (Cyprinus carpio). نشریه شیلات، مجله منابع طبیعی ایران. دوره 63، شماره 1، صفحات 47-39.

7-      یوسفی، م.، ابطحی، ب. و عابدیان کناری، ع.م. 1389. تغییرات کورتیزول و گلوکز ناشی از استرس اسارت و دستکاری حاد در فیل­ماهیان جوان تغذیه شده با سطوح مختلف نوکلئوتید جیره. نشریه شیلات، مجله منابع طبیعی ایران. دوره 63، شماره 2، صفحات 159-147.

 

8-      Abdel-Zaher, A., Mostafa, M., Ahmad, M. H., Mousallamy, A., and Samir, A., 2009. Effect of using dried fenugreek seeds as natural feed additives on growth performance, feed utilization, whole-body composition and entropathogenic Aeromonas hydrophila-challinge of monsex Nile tilapia (Oreochromis niloticus) fingerlings. Australian Journal of Basic and Applied Sciences. 3, PP: 1234-1245.

9-      Akinrotimi, O. A., Omg, A., Ansa, E. J., Edun, O. M., and George, O. S., 2009. Hematological responses of Tilapia guineensis to acute stress. International Journal of Natural and Applied Sciences. 5(4), PP: 338-343.

10- Bahmani, M., Kazemi, R., and Donskaya, P., 2001. A comparative study of some hematological features in young reared sturgeons (Acipenser persicus and Huso huso). Fish Physiology and Biochemistry. 24, PP: 135-140.

11-   Barton, B. A., 2000. Salmonid fishes differ in their cortisol and glucose responses to handling and transport stress. North American Journal of Aquaculture. 62, PP: 12-18.  

12-   Barton, A. B., 2002. Stress in fishes: A diversity of responses with particular reference to changes in circulating corticosteroids. Integrative and Comparative Biology. 42, PP: 517-525.   

13-   Barton, B. A., and Iwama, G. K., 1991. Physiological changes in fish from stress in aquaculture with emphasis on the response and effects of corticosteroids. Annual Review in Fish Disease. 1, PP: 3-26.

14-   Barton, B. A., Weiner, G. S., and Schreck, C. B., 1985. Effect of prior acid exposure on physiological responses of juvenile rainbow trout (Salmo gairdnen) to acute handling stress. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 42, PP: 710-717.

15-   Bayunova, L., Barannikova, I., and Semenkova, T., 2002. Sturgeon stress reactions in aquaculture. Journal of Applied Ichthyology. 18, PP: 397-404.

16-   Bin-Hafeez, B., Haque, R., Parvez, S., Pandey, S., Sayeed, I., and Raisuddin, S., 2003 Immunomodulatory effect of fenugreek (Trigonella foenum-graecum) extract in mice. International Immunopharmacology. 3(2), PP: 257-265.

17-   Cnaani, A., Tinman, S., Avidar, Y., Ron, M., and Hulata, G. 2004. Comparative study of biochemical parameters in response to stress in Oreochromis aureus, Oreochromis mossambicus and two strains of Oreochromis niloticus. Aquaculture Research. 35, PP: 1434-1440. 

18-   Davis, K. B., 2004. Temperature effects physiological stress responses to acute confinement in sunshine bass (Morone chrysops × Morone saxatilis). Comparative Biochemistry and Physiology, Part A. 139, PP: 433-440.

19-   Donaldson, E. M., 1981. The pituitary–interrenal axis as an indicator of stress in fish. In: Pickring AD (ed) Stress in fish. Academic, London. pp: 11–47.  

20-   Fanouraki, E., Divanach, P., and Pavlidis, M., 2007. Baseline values for acute and chronic stress indicators in sexually immature red porgy (Pagrus pagrus). Aquaculture. 265, PP: 294–304.   

21-   Francesco, F., Satheeshkumar, P., Senthil Kumar, D., Caterina, F., and Giuseppe, P., 2012. A comparative study of hematological and blood chemistry of Indian and Italian grey mullet (Mugil cephalus). Herbert Open Access Journals. doi: 10.7243/2050-0874, PP: 1-5.

22-   Fryer, J. N., 1975. Stress and adrenocorticosteroid dynamics in the goldfish (Carassius auratus). Canadian Journal of Zoology. 53, PP: 1011–1020.

23-   Goos, H. J. T., and Consten, D., 2002. Stress adaptation, cortisol and pubertal development in the male common carp (Cyprinus carpio). Molecular and Cellular Endocrinology. 197, PP: 105-116. 

24-   Gordon, M. S., 1959. Ionic regulation in the brown trout (Salmon trutta). Journal of Experimental Biology. 36, PP: 227-252.

25-   Haider, G., 1973. Comparative studies of blood morphology and haemopoiesis of some teleost. Observations on Cells of the Red Series. Journal of Zoology. 179, PP: 355-383.   

26-   Ham, E. H. V., Anholt, R. D. V., Kruitwagen, G., Imsland, A. K., Foss, A., Sveinsbo, B. O., FitzGerald, R., Parpoura, A. C., Stefansson, S. O., and Bonga, S. E. W., 2003. Environment affects stress in exercised turbot. Comparative Biochemistry and Physiology, Part A. 136, PP: 525-538. 

27-   Holliday, F. G. T., and Jones, M. P., 1967. Some effects of salinity on development of eggs and larvae of the plaice (Pleuronectes platessa). Marine Biology Association UK. 47, PP: 39-48.

28-   Hoseini, S. M., 2011. Efficacy of clove powder solution on stress mitigation in juvenile common carp (Cyprinus carpio). Comparative Clinical Pathology. 20, PP: 359-362.

29-   Hoseini, S. M., and Tarkhani, R. 2013. Serum biochemical characteristics of Carassius auratus following short-term formalin or NaCl treatment. International Journal of Aquatic Biology. 1, PP: 14-21.

30-   Houston, A. H., and Rupert, R., 1997. Immediate response of hemoglobin system of gold fish (Cyprinus auratus) to tempera change. Canadian Journal of Zoology. 54, PP: 1731-1741. 

31-   Kaviarasan, S., Vijayalakshmi, K., and Anuradha, C. V., 2004. Polyphenol-rich extract of fenugreek seeds protect erythrocytes from oxidative damage. Plant Foods for Human Nutrition. 59(4), PP: 143-147.  

32-   Koeypudsa, W., and Jongjareanjai, M., 2011. Impact of water temperature and sodium chloride (NaCl) on stress indicators of hybrid catfish (Clarias gariepinus × Clarias Macrocephalus). Songklanakarin Journal of Science and Technology. 33(4), PP: 369-378.

33-   Kurata, H., 1959. Preliminary report on the rearing of herring larvae. Bull. Hokkaido Resource Fish Laboratory. 20, PP: 117-138.

34-   Lermen, C. L., Lappe, R., Crestani, M., Vieira, V. P., Gioda, C. R., Schetinger, M. R. C., Baldisserotto, B., Moraes, G., and Morsch, V. M., 2004. Effect of different temperature regimes on metabolic and blood parameters of silver catfish (Rhamdia quelen). Aquaculture. 239, PP: 497-507. 

35-   Maita, M., Satoh, K. I., Fukuda, Y., Lee, H. K., Winton, J. R., and Okamoto, N., 1998. Correlation between plasma component levels of cultured fish and resistance to bacterial infection. Fish Pathology. 33(3), PP: 129-133. 

36-   Maita, M., Aoki, H., Yamagata, Y., Satoh, K. I., Okamoto, N., and Watanabe, T., 1998. Plasma biochemistry and disease resistance in yellowtail fed a non fish meal diet. Fish Pathology. 33, PP: 59-63.   

37-   Maita, M., Satoh, K. I., Fukuda, N., Okamoto, N., and Ikeda, Y., 1998. The influence of the dissolved oxygen on levels of plasma components in yellowtail. Nippon Suisan Gukkaishi. 64, PP: 288-289.

38-   Malakpour Kolbadinezhad, S., Hajimoradloo, A., Ghorbani, R., Joshaghani, H., and Wilson, J. M., 2012. Effects of gradual salinity increase on osmoregulation in Caspian roach (Rutilus caspicus). Journal of Fish Biology. 81(1), PP: 125-134.

39-   Martinez-Porchas, M., Martinez-Cordova, L., and Ramos-Enriquez, R., 2009. Cortisol and glucose: reliable indicators of fish stress?. Pan-American Journal of Aquatic Sciences. 4(2), PP: 158-178. 

40-   Miles, H. M., and Smith, L. S., 1968. Ionic regulation in migration juvenile coho salmon (Oncorhynchus kistuch). Comparative Biochemistry and Physiology. 26, PP: 381-398.   

41-   Milligan, C. L., and Wood, C. M., 1982. Disturbances in haematology, fluid volume distribution and circulatory function associated with low environmental pH in the rainbow trout (Salmo gairdneri). Journal of Experimental Biology. 99, PP: 397-415.

42-   Mohammadi Zarejabad, A., Jalili, M. A., Sudagar, M., and Darvish Bastami, K., 2009. Haematology of great sturgeon (Huso huso) juvenile exposed to brakish water environment. Comparative Clinical Pathology. 36(3), PP: 655-659.

43-   Mojazi Amiri, B., Baker, D. W., Morgan, J. D., and Brauner, C. J., 2009. Size dependent early salinity tolerance in two size of juvenile white sturgeon (Acipenser transmontanus). Aquaculture. 286, PP: 121-126.

44-   Mommsen, T. P., Vijayan, M. M., and Moon, T. W., 1999. Cortisol in teleosts: dynamics, mechanisms of action and metabolic regulation. Reviews in Fish Biology and Fisheries. 9, PP: 211-268.

45-   Najafpour, B., Imanpoor, M. R., and Shabani, A. 2012. Effects of Rheum palmatum root extract on the blood parameters in responses to two high heat stress and lipid oxidation of Rutilus frisii kutum. Global Veterinaria. 8(2), PP: 197-204.

46-   Najafpour, B., Imanpoor, M. R., and Shabani, A. 2012. Effects of Rheum palmatum root extract on the blood parameters and responses of Rutilus frisii kutum under heat stress. Global Veterinaria. 8(3), PP: 222-228.  

47-   Nussey, G., Van Vuren, J. H. J., and Preez, H. H., 1995. Effect of copper on the haematology and osmoregulation of the mozambique tilapia (Oreochromis mossambicus). Comparative Biochemistry and Physiology. 111C, PP: 369-380.

48-   Olla, B. L., Davis, M. W., and Ryer, C. H., 1998. Understanding how the hatchery environment represses or promotes the development of behavioral survival skills. Bulletin of Marine Science. 62, PP: 531-550. 

49-   Ruane, N. M., Wendelaar Bonga, S. E., and Balm, P. H. M., 1999. Differences between rainbow trout and brown trout in the regulation of the pituitary-interrenal axis and physiological performance during confinement. General and Comparative Endocrinology. 115, PP: 210-219.

50-   Scherek, C. B., Contreas-Sanches, W., and Fitzpatrick, M. I., 2001. Effects of stress on fish reproduction, gamete quality and progeny. Aquaculture. 197, PP: 3-24.  

51-   Singh, A. P., Singh, S., Bhartiya, P., and Yadav, K., 2010. Toxic effect of phorate on the serum biochemical parameters of snake headed fish Channa punctatus. Advances in Bioresearch. 1(1), PP: 177-181.  

52-   Singley, J. A., and Chavin, W., 1971. Cortisol levels of normal goldfish (Carassius auratus) and response to osmotic change. American Zoologist. 11(4), PP: 653-658.   

53-   Skjervold, O. P., Fjaera, S. O., Ostby, P. B., and Einen, O., 2001. live-chilling and crowding stress before slaughter of atlantic salmon (Salmo salar). Aquaculture. 192, PP: 265-280.

54-   Solomon, S. G., and Okomoda, V. T., 2012. Effects of photoperiod on the haematological parameters of Clarias gariepinus fingerlings reared in water recirculatory system. Journal of Stress Physiology and Biochemistry. 8(3), PP: 247-253.

55-   Sowunmi, A. A., 2003. Haematology of the African catfish (Clarias gariepinus) from Eleiyele Reservoir, Ibadan South-West, Nigeria. The Zoologist. 2(1), PP: 85-91.

56-   Specker, J. L., and Schreck, C. B., 1980. Stress responses to transportation and fitness for marine survival in coho salmon (Oncorhynchus kisutch) smolts. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 37, PP: 765–769.  

57-   Tanck, M. W. T., Booms, G. H. R., Eding, E. H., Bonga, S. E., and Komen, J., 2000. Cold shocks: a stressor for common carp. Journal of Fish Biology. 57, PP: 881-894.

58-   Ullah Khan, F., Durrani, F. R., Sultan, A., Ullah Khan, R., and Naz, S., 2009. Effect of fenugreek seed extract on visceral organs of broiler chikes. ARPN Journal of Agriculture and Biological Science. 4(1), PP: 58-60.

59-   Varsamos, S., Nebel, C., and Charmantier, G., 2005. Ontogeny of osmoregulation in postembryonic fish: a review. Comparative Biochemistry and Physiology, Part A. 141, PP: 401-429.

60-   Wedwmeyer, G. A., 1996. Physiology of fish in intensive culture systems. Chapman and Hall, New York, pp: 232.

61-   Wendelaar Bonga, S. E., 1997. The stress response in fish. Physiological Reviews. 77, PP: 591–625.

62-   Yagi, H., and Ceccald, H. J., 1990. Combined influence of temperature and salinity oxygen consumption of the larval of the pink shrimp (Palaemon sersatus). Aquaculture. 86, PP: 77-92.

63-   Yildiz, H. Y., and Uzbilek, M. K., 2001. The evaluation of secondary stress response of grass carp (Ctenopharyngodon idella) after exposing to the saline water. Fish Physiology and Biochemistry. 25, PP: 287-292.